Autism, Brain and Environment

Autism, Brain and Environment”

Richard Lathe

London, 2006

Rozdział 7. Czynniki środowiskowe, metale ciężkie a funkcje mózgu.

Wszystkie zaburzenia mają swoją przyczynę. Może być ona czysto genetyczna, dobrym przykładem czego jest zapadanie się czerwonych krwinek z powodu zaburzeń hemoglobinowych w niedokrwistości sierpowatej. Problemem jest mutacja genetyczna, która powoduje produkcję protein powodujących zmianę kształtu krwinek czerwonych i w ten sposób upośledzają ich funkcję. Zaburzenia mogą być też czysto środowiskowe – na przykład lek talidomid wykorzystywany przez kobiety w ciąży do zapobiegania porannym mdłościom, który w rezultacie powodował u dzieci fizyczne deformacje. Ale, chociaż obydwa przykłady wydają się jasne, to tylko jeden aspekt całej historii.

Można by się spodziewać, że występowanie genu powodującego powstanie uszkodzonych krwinek czerwonych jest dość rzadkie, gdyż krwinki czerwone o sierpowatym kształcie nie przenoszą tlenu i mogą blokować małe naczynia krwionośne. Osoby z tą mutacją genetyczną będą mniej zdrowe i to w konsekwencji powinno spowodować eliminację genu z populacji. Jednakże, ta mutacja jest korzystna dla obszarów, gdzie występuje malaria – pasożyt, który powoduje malarię, nie może rozmnażać się w sytuacji, gdy krwinki czerwone mają zmieniony kształt. Osoby z tym schorzeniem są chronione przed malarią i mogę przetrwać, a zatem przenieść zmutowany gen do następnego pokolenia – to dobry przykład interakcji pomiędzy zaburzeniem genetycznym a czynnikami środowiskowymi.

Z drugiej strony, w historii z talidomidem wiele z dzieci, których matki zażywały ten lek w krytycznym okresie, nie uległo deformacji. Chociaż temat nie został szczegółowo zbadany, trzeba założyć, że organizmy niektórych matek z korzystnymi genami, były w stanie doprowadzić do degradacji i detoksykacji cząsteczki talidomidu i zapobiegły w ten sposób uszkodzeniu ciała dzieci. Niektóre dzieci mogły nie być podatne. Nawet zaburzenie takie jak to, które wydaje się ściśle środowiskowe, może w dużej mierze zależeć od czynników genetycznych.

Przy rozpatrywaniu kwestii autyzmu byłoby zatem nierozsądnym rozważać wyłącznie przyczyny środowiskowe albo genetyczne. Trzeba raczej rozważyć najbardziej prawdopodobny scenariusz, w którym czynnik środowiskowy zostaje uruchomiony w sytuacji genetycznej podatności. Uwzględniając fakt, że zaburzenia ze spektrum autyzmu są coraz bardziej powszechne, a zmiana kryteriów diagnostycznych i wzrost świadomości społecznej nie mogą tego wzrostu w pełni wytłumaczyć, można stwierdzić, że czynnik środowiskowy jest przynajmniej częściowo odpowiedzialny za taki stan rzeczy.

Czynniki środowiskowe a ASD

Badania prowadzone w latach 1980-2000 silnie wskazują na środowisko jako możliwą i prawdopodobną przyczynę autyzmu. Jest wiele doskonale udokumentowanych przypadków, gdzie ekspozycja na toksyny środowiskowe miała wpływ na powstanie zaburzenia.

Na przykład, wykazano że zamieszkiwanie w mieście w porównaniu z zamieszkiwaniem we wsi ma związek ze wzrostem przypadków autyzmu (1). W Teksasie przeprowadzono badania i wykazano, że ilość przypadków dzieci z ASD w środowisku miejskim była ponad 4,5 razy większa niż ilość takich przypadków w środowisku wiejskim. (2)

Niektóre czynniki środowiskowe mają efekt na dziecko za pośrednictwem matki. Niektóre leki zażywane w ciąży zwiększają prawdopodobieństwo ASD u dziecka. Znane czynniki to palenie papierosów przez matkę (3,4) i lek talidomid: 4% szwedzkich ofiar tego leku spełniało kryteria autyzmu (5). Ekspozycja płodu na alkohol spożywany przez matkę w nadmiarze również jest wiązany z rozwojem autyzmu (6-8). Zwiększona częstotliwość ASD (11,4%) występuje u dzieci, które w życiu płodowym były narażone na działanie kokainy (9).

Leki na receptę również stanowią czynnik ryzyka. Leki przeciwdrgawkowe przyjmowane przez matkę (szczególnie walproinian sodu) mogą spowodować autystyczne zachowania u potomstwa; w badaniach wykazano, że 81% dzieci po ekspozycji na te leki, przejawiały zachowania autystyczne (10); 77% miało opóźniony rozwój (11). Ekspozycja płodu walproinian na wykorzystywana jest w licznych badaniach nad zwierzętami, aby naśladować behawioralne deficyty charakterystyczne dla autyzmu.

Te przykłady pokazują, jak ekspozycja na pewne substancje chemiczne we wczesnym okresie rozwoju, może u dużej ilości dzieci doprowadzić do powstania objawów ASD. Zakładając, że ASD jest rezultatem dysfunkcji układu nerwowego w niektórych częściach mózgu, powstaje pytanie, jakie czynniki środowiskowe uszkadzają te konkretne części mózgu.

Ten rozdział poświęcony jest potencjalnej roli toksyn środowiskowych, ze specjalnym naciskiem na ekspozycję na działanie metali ciężkich, w powodowaniu zaburzeń autystycznych. Kwestia ta dzieli się na kilkanaście tematów, z których żadnego nie można pominąć. Na początek istnieją dowody, że niektóre toksyny środowiskowe są uznane jako przyczyna autyzmu, po czym zostanie przybliżone, jakie konkretnie metale ciężkie mogą mieć wpływ na pojawienie się autyzmu. Nie ulega wątpliwości, że cała populacja jest narażona na toksyczność metali ciężkich. Ponieważ tylko niektóre dzieci dotknięte są ASD, powstała hipoteza, że mogą być one szczególnie podatne na toksyczność metali ciężkich przez predyspozycje genetyczne, które mogą mieć wpływ na skłonność do gromadzenia i na wydalanie metali.

Uwzględniając uszkodzenia mózgu obserwowane u zwierząt i osób narażonych na metale ciężkie i organometale, można wnioskować, że metale są bardzo prawdopodobnymi kandydatami do powodowania specyficznych uszkodzeń mózgu stwierdzonych w ASD.

Pomijając kwestię metali ciężkich należy stwierdzić, że inne czynniki też mogą powodować uszkodzenie mózgu i istnieje silna hipoteza, że aktualnie ASD może być rezultatem wpływu różnych toksyn, przy czym w pierwszej kolejności główną rolę pełnią metale ciężkie, ale wszystkie te toksyny razem mogą spowodować większe szkody, niż każdy z nich z osobna.

Metale: dowód ekspozycji

Zwiększający się stopień industrializacji powoduje, że metale są bardziej powszechne w naszym środowisku. Każdy zatopiony statek, każdy rdzewiejący samochód, każda otwarta kopalnia i każda puszka z cyny w ściekach – zwiększają poziom zanieczyszczenia wody morskiej metalami. Ogromne ilości metali są również wypuszczane do atmosfery – przez działalność przemysłową, palenie odpadów domowych, spalanie się paliwa. Metale w glebach kumulują się w roślinach, zwierzętach i rybach i w ten sposób wchodzą do łańcucha pokarmowego.

Niektóre metale, jak żelazo są względni obojętne, podczas gdy inne to silne trucizny. Rtęć i arszenik znane są ze swojej toksyczności, oddziałującej głównie na mózg. Ekspozycja na te konkretne metale wciąż jest coraz powszechniejsza. W niedawnych badaniach w Kalifornii poziom rtęci (u kobiet) był dziesięciokrotnie wyższy niż w poprzednich badaniach; u niektórych dzieci poziom ten przekraczał średnią narodową 40-krotnie (12). Spadek liczby plemników w spermie (13, 14) również jest kojarzony z ekspozycją na metale ciężkie (15). Możliwe, że inne zaburzenia, których ilość również wzrasta, jak autyzm, też mogą być powodowane przez ekspozycję na metale ciężkie.

Dowód historyczny

Liczne badania analizowały możliwe połączenie pomiędzy ekspozycją na ołów, ASD i zaburzeniami rozwojowymi u dzieci (16-24). Pierwsze z nich dostrzegały podwyższony poziom ołowiu we krwi dzieci z ASD; w 44% przypadków poziom ten znacznie przekraczał normę (16).

Zwykle tłumaczono to nawykowymi, dotykowymi stymulacjami okolicy ust i dziwnymi preferencjami w odżywianiu, które określa się mianem „pica”, słowo to prawdopodobnie pochodzi z łaciny, gdzie oznacza srokę, znaną ze swoich dziwacznego sposobu odżywiania się. Można jednak podejrzewać, że takie zachowania są raczej konsekwencją (a nie przyczyną) ekspozycji na metale ciężkie. Często spotykana w ciąży, pica określa chęć spożywania niezwykłego a nawet „nienormalnego” pożywienia. Może to być np. glina, węgiel, ziemia i ta chęć powoduje wiele kłopotów dla pacjenta. Były prowadzone badania, w których suplementacja minerałami (żelazem) ograniczała pica i chociaż, sprawa jest wciąż dyskutowana, ten głód jest aktualnie interpretowany jako niedobór składników odżywczych (25, 26). W powiązaniu z toksycznością metali, ekspozycja na metale ciężkie może zablokować wchłanianie i szlaki metaboliczne metali odżywczych, takich jak żelazo. Dlatego pica może być objawem zatrucia metalami, a nie przyczyną. W zasadzie podnosi się tezę, że u wielu dzieci zatrutych ołowiem, pierwszym objawem klinicznym była pica. (27).

Ostatnie badania implikują związek autyzmu z ekspozycją na ołów – ujawniono przypadki autyzmu wśród dzieci zatrutych ołowiem (28) a w grupie dzieci z Kanady z zaburzeniami rozwojowymi przypominającymi autyzm stwierdzono podwyższone poziomy ołowiu i innych metali ciężkich w moczu podczas terapii chelatacyjnej. Co istotne, w tych badaniach stwierdzono, iż usunięcie metali ciężkich doprowadziło do poprawy zachowania (29).

Ołów nie jest jedyną możliwością. Wyraźne podobieństwa między zatruciem rtęcią a ASD sugerują, że rtęć też może być przyczyną (30). Poniżej wykażę, że inne metale ciężkie też mają swój wpływ.

Metale we włosach

Analiza włosów dzieci z ASD jest traktowana jako sposób na zbadanie, czy doszło do ekspozycji na metale. Włos to użyteczny wskaźnik nie tylko dlatego, że łatwo go pobrać, ale też dlatego, że duże ilości metali ciężkich z krwiobiegu są wydalane przez włosy. U szczurów, którym podano pojedynczą dawkę rtęci metylowanej, 10% dawki została przetransportowana do włosów (31); u ludzi poziom rtęci we włosach odzwierciedlał jej poziom w organach wewnętrznych (32).

Wczesne badania na osobach z ASD stwierdzały u nich podwyższone poziomy litu, przy obniżonych innych pierwiastkach, jak magnez i mangan; nie zaobserwowano podwyższonego poziomu toksycznych metali ciężkich (33). Niedawne badanie dzieci z ASD w Chinach (Hong Kong) wykazało, że poziomy rtęci były u nich przeciętne (34). Inne badania na dzieciach Kuwejtu wykazało znaczące podwyższenie poziomu metali u dzieci z ASD – ołów był dwukrotnie podwyższony, uran – trzykrotnie, a rtęć – piętnastokrotne (35).

Wyniki tych badań należy interpretować jednak z ostrożnością, gdyż poziomy metali w włosach nie są adekwatne do stopnia ekspozycji, a wyjątkowo niskie poziomy metali u dzieci z ASD mogą sugerować, że dzieci te są niezdolne do wydalania metali we włosach.

Poziomy we krwi

Aby wyjaśnić te sprzeczności, przebadano również poziomy metali w krwi. Jedna z analiz (36) opisała wysokie poziomy rtęci w czerwonych krwinkach dzieci z ASD. Poziomy rtęci wahały się od 23-103 ng/ml (średnio 68), podczas gdy u dzieci zdrowych było to 11-34 ng/ml (średnio 20), czyli zaobserwowano trzykrotny wzrost. Inne badania stwierdziły, że poziom ołowiu we krwi był wyższy u dzieci z ASD (16); ujawniono dowody na ekspozycję na ołów, arszenik i kadm (36).

Metale w zębach

Zwiększona ekspozycja na rtęć wynika również z jeszcze niepublikowanych badań ząbków niemowlęcych (37), które stwierdziły trzykrotny wzrost rtęci w próbkach od dzieci z ASD.

Porfiryny

Są to prekursory w syntezie hemu, czerwonego pigmentu hemoglobiny, który przenosi tlen. Metale ciężkie hamują działanie kluczowych enzymów w tej syntezie, co prowadzi do kumulacji prekursorów i wydalania ich z moczem. Osoby poddane działaniu metali ciężkich mają w swoich organizmach więcej porfiryn i wydalają ich nadmiar (38, 39).

Metale mogą być usunięte przez ich absorpcję w trakcie procesu chelatacji z wykorzystaniem konkretnych substancji wiążących metale, czyli związków chelatacyjnych. Jony metali nie mogą wówczas oddziaływać na organizm, a kompleksy chelatacyjne są wydalane z moczem lub kałem.

Kiedy metale ciężkie są usuwane przez chelatację, ilość porfiryn w moczu jest redukowana. Zarówno u szczurów poddanych działaniu rtęci (40), jak i u ludzi poddanych działaniu ołowiu (41), chelatacja doprowadziła do redukcji porfiryn w moczu.

Duże badanie ujawniło, że nadmierny poziom porfiryn w moczu to jedna z cech towarzyszących autyzmowi. W grupie francuskich dzieci średnie poziomy w moczu były 2,6 – krotnie podwyższone u dzieci z autyzmem w porównaniu do grupy kontrolnej (42). Ten wzrost był porównywalny do analogicznego wzrostu dla arszeniku (1,9-krotnie) czy rtęci (3,2-krotnie) (43, 44) i ma istotne znaczenie statystyczne (p<0,001).

Istotna jest obserwacja, że u dzieci z zbliżonym wieku z zespołem Aspergera, nie ujawniono dowodów na ekspozycję na metale ciężkie, podczas gdy takie dowody podwyższonych porfiryn istniały u dzieci z innego rodzaju zaburzeniami autystycznymi.

Niezależnie od tego, nie tylko metale ciężkie prowadzą do wzrostu porfiryn we krwi. Inne toksyny i ksenobiotyki mogą również prowadzić do takiego wzrostu – np. dioksyny (45, 46). Nawet w tych przypadkach, te same badania dowiodły, że leczenie tych dzieci chelatorem DMSA zmniejszyło poziomy porfiryn w moczu (42), co sugeruje, że jednak istnieje związek z metalami ciężkimi. Dodatkowo, prekoproporfiryna to specyficzny wskaźnik zatrucia metalami (43), a nie w zatruciu chemicznym. Poziomy tych cząsteczek są również wyraźnie podwyższone u dzieci z ASD (42).

Pomimo tego, że ustalenie takiego wyraźnego zwiększa poziomu porfiryn w moczu wymaga dalszych badań, podwyższenie prekoproporfiryny wskazuje na zatrucie metalami ciężkimi.

Statystyczna korelacja z zatruciem rtęcią

Holmes i inni ujawnili powiązanie pomiędzy ASD a ekspozycją na rtęć w łonie matki (47). Porównali dzieci z ASD i z grupy kontrolnej narażone na ekspozycję na rtęć poprzez zastrzyki z immunoglobuliny, zawierające rtęć etylowaną.

Jeżeli kobieta u ujemnym Rh nosi dziecko o Rh pozytywnym (co się zdarza w około 10% ciąż), ryzykuje u siebie reakcję układu odpornościowego na „obce” białko we krwi. Podczas ciąży podaje się matce immunoglobulinę, aby zapobiec tej reakcji, co jest skuteczną terapią. Niestety te zastrzyki konserwowane są rtęcią etylowaną. Średnia ilość takich zastrzyków u matek dzieci z ASD wynosiła 0,53 przy 0,09 w grupie kontrolnej (47), co ma ogromne znaczenie statystyczne. Inne badania potwierdziły związek między niekompatybilnością Rh (i podaniem immunoglobuliny) oraz rozwojem ASD (48). Te badania zasugerowały, że czynnikiem ryzyka jest albo niekompatybilność Rh albo podanie matce rtęci etylowanej w zastrzyku.

Inne badania badały związek pomiędzy występowaniem autyzmu w 1184 okręgach szkolnych w Teksasie (dane z Texas Education Authority) a lokalnym środowiskowym wpływem rtęci (dane z US Toxic Release Inventory). Na każde 1000 funtów (1 funt – 0.454 kg) obecnej w środowisku rtęci przypadał 61% wzrost przypadków autyzmu (2). Chociaż autorzy podkreślają, że wyniki tych badań nie mogą przesądzić o istnieniu związku przyczynowym (2), jednak wyniki te są spójne z innymi badaniami świadczącymi o takim powiązaniu.

Uwalnianie się metali podczas chelatacji

Z uwagi na to, że metale ciężkie mają tendencję do odkładania się w tkankach organizmu, w szczególności przy długoterminowej ekspozycji, poziom metalu we krwi nie jest adekwatny do obciążenia nim organizmu. Bardziej wiarygodnym wskaźnikiem są badania kału i moczu podczas terapii chelatacyjnej.

Duże ilości arszeniku wydalane były u dzieci z ASD, którym podano TTFD; zwiększenie poziomu kadmu, niklu i ołowiu w moczu ujawniono u niektórych dzieci, podczas gdy poziomy rtęci były niskie (49).

Inne badania (50) porównywały poziomy metali w moczu u dzieci z ASD i w grupie kontrolnej po terapii DMSA. Wówczas poziomy rtęci były silnie podwyższone w porównaniu z grupą kontrolną (wskaźnik 5,94); u dzieci z ASD ten wzrost był naprawdę istotny (50). Był tylko niewielki wzrost poziomów ołowiu (1,5-razy), ale uwalnianie go u niektórych dzieci było ekstremalnie wysokie (18,2 +/- 43,3 ug na g kreatyniny) w porównaniu do grupy kontrolnej (11,8 +/- 8,6 ug/g).

Holmes i inni oraz Hallaway i Strauts (29), zasugerowali, że usuwanie ciężkich metali za pomocą chelatacji jest powiązane z remisją objawów ASD, co wymaga jeszcze dalszych badań (51).

Podatność na metale ciężkie

Z uwagi na fakt, iż ekspozycja na metale ciężkie jest powszechna, należy postawić sobie pytanie, dlaczego tylko u niektórych jednostek rozwija się autyzm. Zasugerowany, że te dzieci mogą być wyjątkowo podatne i różnią się od innych dzieci w sposobie przetwarzania metali ciężkich. Konkretnie, istnieje możliwość, że dzieci te są niezdolne do transportowania metali, co prowadzi to ich kumulacji w ciele.

Defekt w mobilizacji metali ciężkich: badania Holmesa

Wiele osób zachowuje pierwsze włoski dziecka jako pamiątkę. Pozwala to naukowcom zbadać poziom metali ciężkich – w szczególności rtęci – we wczesnych próbkach dużej ilości dzieci, które potem zostały zdiagnozowane jako autyści, jak również porównać te próbki z próbkami dzieci zdrowych (47). Ujawniono, że poziomy metali były wyjątkowo niskie u dzieci z autyzmem. W próbkach dzieci zdrowych rtęć była na bardzo wysokim poziomie, co powiązano ze spożywaniem przez matkę ryb, jej plombami amalgamatowymi i lekami zawierającymi rtęć. Wartości Hg we włosach były następujące: dzieci zdrowe, średnio = 3,63 ppm (albo ug/g) ; dzieci z później zdiagnozowanym autyzmem, średnio = 0,47 ppm; dzieci z później zdiagnozowanym nisko funkcjonującym autyzmem, średnio = 0,21 ppm. Porównanie pomiędzy autyzmem i nisko funkcjonującym autyzmem jest wyjątkowo uderzające – dzieci najsilniej dotknięte, miały najniższe poziomy (47). Ten wniosek jest zbieżny z wnioskiem z badań na 700 dzieciach narażonych na ekspozycję na rtęć na Seszelach, gdzie chłopcy z wyższym poziomem rtęci we włosach radzili sobie lepiej w testach na inteligencję i zachwoanie (52). Te same wnioski wynikają z badań na Wyspach Dziewiczych, gdzie kolejne etapy rozwoju były osiągane wcześniej przez dzieci, które w wieku 12 miesięcy miały wyższe poziomy rtęci we włosach (53) – w tej samej populacji poziom rtęci we krwi mierzony przy urodzeniu odpowiadał późniejszym problemom rozwojowym (54).

Ostateczne potwierdzenie wynika z badań Hu i innych (55), którzy wykorzystali technikę analizy aktywacji neuronów na tych samych próbkach włosów niemowlęcych, które już były analizowane i doszli do identycznych wniosków. Te wnioski potwierdzili też Adams i inni na innej grupie dzieci z ASD i zdrowych, stwierdzając średnie wartości u dzieci z ASD jako 0,36 ppm (od 1-19 ppm) kontra 0,85 (0,07-3,5) w grupie kontrolnej (56, 57). Jednakże badanie Adamsa jest sprzeczne z danymi Holmesa na dwa sposoby. Niskie wartości u dzieci z ASD są podobne (średnia 0,36 kontra 0,47 ppm); porównywalne poziomy zaobserwowano również u innych dzieci z ASD (n/18), gdzie poziom rtęci we włosach był poniżej 0,25 ppm. Jednakże wartości w grupie kontrolnej (0,85 ppm) u Adamsa były o wiele niższe niż w grupie kontrolnej u Holmesa (3,63 ppm). Różnice w sposobie obliczania wartości średnich mogą częściowo tłumaczyć różnicę, ale należy podejrzewać, że populacja badana przez Holmesa była narażona na większą ekspozycję.

Druga różnica: podczas gdy wszystkie dzieci badane przez Holmesa miały niskie wartości rtęci we włosach (tak jak większość dzieci badanych przez Adamsa), pewna mała część dzieci badanych przez Adamska miały bardzo wysokie poziomy (do 19 ppm). Nie jest to jednak nic dziwnego. Jeżeli zakładamy, że kumulacja metali ciężkich jest powodem zaburzeń rozwojowych, można wyobrazić sobie dwa mechanizmy: ekspozycję na małe ilości rtęci u dzieci z deficytem w jej transporcie albo ekspozycję na duże ilości rtęci u dzieci bez tego deficytu. A priori, należy się spodziewać, że będą dzieci z ASD u których poziom rtęci we włosach będzie znacznie podwyższony. Potwierdziły to inne badania – grupa dzieci w Kuwejcie (średnio 4,2 lata) miały średnio o wiele (p<0.001) wyższą koncentrację ołowiu, rtęci i uranu we włosach (35).

Jest to problem złożony, gdyż niektóre badania dotycząc aktualnych poziomów rtęci u autystów, podczas gdy niektórzy badali włosy niemowlęce. Nie można wykluczyć możliwości, że detoksykacja metali lub ich transport może różnić się u niemowląt i dzieci starszych. Zasugerowano, że wydalanie rtęci jest wyjątkowo niskie w pierwszym roku życia (58). Nawet jeśli tak jest, szeroko prowadzone badania nad włosami niemowlęcymi sugeruje, że niemowlęta, które potem stają się autystyczne, są odmienne w ten sposób, że we wczesnym okresie życia kumulują rtęć. Ten deficyt może rozciągać się na inne metale ciężkie: inne badania stwierdziły zredukowane poziomy kadmu we włosach dzieci autystycznych (18). Jeżeli taka mobilizacja występuje w innych organach, rtęć i inne metale z dużym prawdopodobieństwem kumulują się w pewnej wrażliwej podgrupie dzieci i powodują uszkodzenie mózgu.

Genetyczne predyspozycje do zatrucia metalami ciężkimi

Jest możliwym, o ile nie prawdopodobnym, że wiele dzieci z ASD jest szczególnie wrażliwych gdyż nie mogą wydalać rtęci i być może innych metali. Jest precedens takiej genetycznej predyspozycji do zatrucia metalami ciężkimi. W rodzinie narażonej na ekspozycję na arszenik tylko jedna córka miała opóźnienie umysłowe; okazało się, że brakuje u niej enzymu MTHFR, niezbędnego dla właściwego transportu metalami.

Ustalono, że mutacja genetyczna (kiedy aminokwas cysteina, C, który zajmuje pozycję 667 w proteinie MTHFR zastąpiony jest przez treoninę, T ), znana jako allela C667T, jest dość powszechna w społeczeństwie. Co ważne, zmutowany enzym jest niestabilny i tylko częściowo aktywny (60), i może uwrażliwiać organizm na wpływ metali ciężkich. Badania wykazały, że około 12% populacji Ameryki Północnej ma dwie kopie (czyli są homozygotyczni) takiego mało aktywnego genu C667T (61) i te osoby mogą być wyjątkowo wrażliwe. Niektóre inne polimorfizmy również mają wpływ na aktywność tego enzymu (62).

Związek pomiędzy MTHFR i rozwojem autyzmu jest mocno udowodniony. U dzieci z opóźnieniem rozwojowym spowodowanym przez przyjmowanie przez matki leków antydrgawkowych, C667T jest dużo bardziej powszechna, ale nie u dzieci tylko u matek (63). Sugeruje to, że normalna aktywna wersja (C677) u matki chroni dziecko przeciwko uszkodzeniami spowodowanymi lekami.

U osób z ASD wystąpiły istotne zmiany w allelach MTHFR (64): 48% osób z grupy kontrolnej miało dwie kopie normalnej wersji C677, ale stwierdzono je tylko u 21% dzieci z autyzmem. Z drugiej strony homozygotyczność zmutowanej alleli T677 ujawniono u 23% dzieci z autyzmem, a tylko u 11% dzieci zdrowych. Są to dane o istotnym znaczeniu statystycznym (64) – można wysnuć wniosek, że homozygotyczność mutacji C677T podwaja ryzyko rozwoju ASD.

Inne geny również mają swoje znaczenie. Na przykład metalotioneina (MT) jest uważana za najistotniejszą proteinę wiążącą i mobilizującą metale ciężkie i mutacje dotyczące MT mogą powodować u wrażliwych jednostek podatność na wpływ metali ciężkich. Pomimo jednak istnienia takich pojedynczych przypadków (65), konkretny związek między allelami MT a ASD nie został potwierdzony.

Inne geny i allele związane z metalami są również skrzywione u pacjentów z ASD, w tym czynnik regulacji transkrypcji (MTF-1) i transporter jonów metali (ferroportin, SLC11A3) (66). Warto również stwierdzić, że zarówno jak w przypadku MTHFR, żaden locus nie jest umiejscowiony w chromosomie X, więc nie może tłumaczyć zwiększonego odsetka ASD u mężczyzn.

Ostatnie badania sugerują, że różne allele genu kodującego enzym syntezy hemu (oksydaza koproporfirynogenowa) określają wydalanie porfiryn przy narażeniu na działanie rtęci i mogą określać podatność na toksyczne efekty tego metalu (67). Badania nad autyzmem i ASD nie zostały jeszcze wykonane.

Ogólnie rzecz ujmując, istnieją dowody toksykologiczne i genetyczne, które sugerują że dzieci z ASD różnią się genetycznie (jednak w społeczeństwie obecne są różne allele MTHFR i można by podejrzewać, że bez ekspozycji na metale ciężkie, posiadanie takiej czy innej alleli nie powoduje konsekwencji). Ale pomimo skupienia się na MTHFR, nie wiadomo do końca czy różne warianty alleli mają wpływ na deficyty wydalania metali z włosem opisane przez Holmesa (47).

 Następna część jest próbą odpowiedzi na pytanie, czy metale ciężkie, które kumulują się w wysokich ilościach u dzieci z ASD, powodują zaburzenia pracy mózgu i zachowania charakterystyczne dla spektrum autyzmu. Zakładając, że istnieją dowody na ekspozycję i podatność genetyczną, stajemy przed następnym pytaniem – czy rozsądnym jest wniosek, że metale ciężkie powodują uszkodzenie mózgu i zmiany behawioralne zaobserwowane u dzieci z ASD? Chociaż poprzednie rozważania skupiły się na rtęci, aby odpowiedzieć na to pytanie, w pierwszej kolejności omówimy inny metal – cynę – gdyż istnieją liczne dane odnośnie neurotoksyczności tego metalu.

Toksyczność metali ciężkich: paradygmat trimetylocyny (TMT)

Ekspozycja na pochodne organocyny powoduje selektywne uszkodzenia tych samych obszarów mózgu, które u autystów nie odpowiadają normie – w szczególności hipokamp i jądro zębate. Dowody na to przytoczone są poniżej, najpierw w aspekcie lokalizacji uszkodzeń, a potem w aspekcie powodowanych przez te uszkodzenia zmian w zachowaniu.

U szczurów, takie uszkodzenia są obecne w licznych obszarach mózgu, w tym w ciele migdałowatym i (68, 69) ale hipokamp jest najbardziej na te uszkodzenia wrażliwy, w szczególności jądro zębate (68-77). Ten sam profil obserwowany jest u myszy (71, 78, 79). Ekspozycji towarzyszy nadprodukcja kilku prozapalnych cytokin – IL-1α, IL-1β, TNF α i IL-γ (79, 80), wszystkie odpowiedzialne za uszkodzenia. Chociaż dawki podawane tym zwierzętom były wysokie, takie badania zwykle stwierdzają, że jednorazowe podanie skutkuje katastrofalną szkodą w konkretnych obszarach mózgu. Bardziej rozstrzelone uszkodzenia (jak w ASD) mogą być skutkiem długoterminowej ekspozycji na niskie dawki u jednostek z deficytem wydalania rtęci.

Dokładnie ten sam wzór uszkodzenia mózgu występuje u naczelnych narażonych na kontakt z TMT. Jednorazowa ekspozycja u małp (3 mg/kg w zastrzyku) skutkowała dwustronną utratą neuronów w hipokampie i ciele migdałowatym i uszkodzeniem kory mózgowej i pnia mózgu (81). Ale przewlekła ekspozycja na TMT (0.75 mg/kg chlorku TMT przez 24 tygodnie), zmiany w mózgu małp objęły głównie hipokamp i jądro zębate.

U mężczyzn nagłą ekspozycja na dawkę śmiertelną TMT spowodowała intensywne zniszczenie neuronów w jądrze zębatym w hipokampie oraz dalsze uszkodzenia w obszarach około hipokampu, korze mózgowej i móżdżku (83-85). W ten sposób, TMT powoduje selektywne niszczenie tych samych obszarów mózgu, które są uszkodzone w autyzmie i ASD.

Z analizy organocyn wynika, że toksyczność zależy od formuły chemicznej: tributylocyna (TBT) powoduje obrzęk filamentów neuronalnych (aksonów) u szczurów, podczas gdy trimetylocyna (TMT) powoduje dwustronne zmiany w hipokampie, ciele migdałowatym i korze mózgowej (68). Trzecia cząsteczka, trietylocyna powoduje obrzęk mózgu i rdzenia kręgowego (87).

W wyprodukowanych w laboratoriach komórkach poddanych działaniu TBT (i trietylocyny) zaobserwowano śmierć komórkową przy podobnych koncentracjach tych chemicznych substancji. Wrażliwość na TMT była zróżnicowana – niektóre komórki były odporne na TMT, a niektóre bardzo wrażliwe (88). Ta podatność specyficznych tkanek jest omówiona później w tym rozdziale.

Behawioralne konsekwencje ekspozycji na TMT

U szczurów, toksyczność ekspozycji na TMT (zarówno natychmiastowej jak i przewlekłej) powoduje spektrum zmian behawioralnych, w tym nadaktywność, podatność na drgawki, upośledzone uczenie się, ale także wyraźne skutki negatywne w zakresie wzroku, słuchu i zmianę poziomu bólu. Podobne spektrum skutków zaobserwowano u myszy (89. 90). Jeden z artykułów zawiera informację, że TBT (a nie TMT) podane nowonarodzonym szczurom przez wstrzyknięcie spowodował nadaktywność w wieku 4-5 lat i tak jak przy zmianach w hipokampie (91) podobnych jak przy ASD, nadaktywność zależała od stopnia oświetlenia i była bardziej intensywna w ciemności (92).

Szeroko opisano behawioralne aspekty zatrucia organocyną (87, 93-96). Te deficyty podobne są do ASD. Swartzwelder i inni (97), pracując ze szczurami zaobserwowali, ze „trimetylocyna spowodowała zaburzenia podobne do autyzmu, w tym nadaktywność, natręctwa, agresję i upośledzenie funkcji pamięci i rozwiązywania problemów.” Pomimo, iż są to objawy podobne do ASD, nie jest być może zasadnym łatwe przekładanie wyników tego eksperymentu z gryzoni na ludzi.

Nieliczne badania behawioralne na naczelnych poddanych ekspozycji TMT wykazały, że uszkodzone obszary mózgu są identyczne do tych, które uszkodzone zostały u gryzoni. U małp ekspozycja na TMT spowodowała podekscytowanie (81).

U dorosłych objawy nagłego zatrucia TMT obejmowały ból głowy, upośledzenie słuchu, dezorientację, zaburzenia snu, depresję i agresję (83), a u jednego pacjenta doniesiono o trwałych deficytach pamięci (113). Opisano biochemiczny i behawioralny mechanizm ekspozycji na TNT (85). Chociaż na wiele sposobów ekspozycja na TMT przypomina ASD, nie ma danych dotyczących efektów ekspozycji TMT na dzieci. Są jednak powody, by przypuszczać, że toksyczne efekty TMT na organizmach małych dzieci mogą być bardziej intensywne i długotrwałe niż u dorosłych.

Podatność rozwojowa

Szczury są wyjątkowo podatne na efekty działania TMT w okresie okołoporodowym, zmiany strukturalne i behawioralne trwają do wieku dorosłego. Podczas ekspozycji w okresie przedporodowym, zmiany ograniczone zostały do hipokampu (CA3) i zakrętu zębatego (73, 74) podczas gdy TMT podane po narodzinach spowodowało zmniejszenie się wagi mózgu niezależnie od wieku szczura, przy czym waga hipokampu była najbardziej zredukowana (73). TMT powodowało obniżenie aktywności we wczesnym rozwoju, co potem przekształcało się w nadaktywność, te deficyty i nadaktywność były trwałe aż do wieku dorosłego (73).

Ekspozycja w populacji: nadmiary i deficyty

Paradygmat TMT pokazuje, że metale ciężkie mogą być przyczyną uszkodzenia tych obszarów mózgu, które są uszkodzone przy ASD, nawet pomimo tego, że w wyżej podanych danych dawki były raczej wysokie.

Uwzględniając to należy spojrzeć szerzej na różne metale ciężkie i ich pochodne, aby zbadać czy którykolwiek z nich może odpowiadać za aktualny wzrost przypadków autyzmu. Różne metale ciężkie (w tym ołów, cyna, rtęć i aluminium) i ich pochodne zostaną krótko omówione pod kątem występowania w środowisku i zdolności do wywoływania uszkodzenia mózgu.

Ołów (Pb)

W przeszłości ekspozycja na ołów była powszechna, przez kanalizację, farby, dodatki do paliw. Dzisiaj największa ilość ołowiu przyjmowana jest z pożywieniem – poziomy ołowiu u ryb wynosi do 0.67 ug/g (=ppm), jak doniesiono w Missouri (114), jest to koncentracja toksyczna. Poziom ołowiu jest podniesiony u dzieci z ASD (36). Klasycznym celem toksycznego ołowiu jest synteza komórek krwi w tkankach kości, nerek i mózgu (27). Ołów jest neurotoksyną: u szczurów spowodowany przez ołów deficyty behawioralne były przypisane uszkodzeniu hipokampu (115, 116), chociaż u królików w pierwszej kolejności uszkodzony został móżdżek (117). Dokładnie tak jak przy TMT hipokamp jest wyjątkowo wrażliwy na ołów (118). Ekspozycja na ołów u szczurów w okresie rozwojowym związane jest z nadaktywnością, ograniczeniem zachowania celowego i upośledzeniem uczenia się i pamięci, w późniejszym okresie życia rozwijała się nerwica (119). Jedną z cech charakterystycznych uszkodzenia hipokampu jest upośledzenie reakcji na zmieniające się reguły – dzieci po ekspozycji na niskie dawki ołowiu mają tendencję do natrętnego podawania negatywnych odpowiedzi w testach (120) i to upośledzenie koreluje z poziomem ołowiu we krwi. Toksyczność spowodowana przez ołów powoduje również bóle brzucha z biegunką albo zatwardzeniem (27), co jest bardzo częste przy ASD.

Niedawno opisano dwa przypadki dzieci z zachowaniami autystycznymi, które były zatrucie ołowiem. Obaj chłopcy utracili wcześniej nabyte umiejętności, w zakresie mowy i komunikacji i spełniali kryteria DSM-IV dla zaburzeń autystycznych (28).

Cyna (Sn)

Zdolność pochodnych cyny do wywoływania uszkodzenia hipokampu była wcześniej omówiona. Tak jak rtęć, cyna jest głównym składnikiem (12-16%) plomb amalgamatowych. Znajduje się ona też w niektórych produktach higieny dentystycznej, w tym w pastach do zębów, używana jest też w procesie fluoryzacji wody (121). Organocyny są też używane jako stabilizatory PVC, w piance i gumie oraz jako biocydy (122). Tributylocyna (TBT) jest najbardziej powszechną organocyną, ale w biosferze przetwarzana jest na TMT. TBT była używana w farbach do 2003 r., kiedy to zabroniono jej wykorzystywania (123). Jednakże TBT ma nadal zastosowanie w wielu miejscach, tak jak trifenylocyna.

Poziomy organocyny w środowisku wciąż wzrastają. Organocyna w tuńczykach występuje w stężeniu 20 ng/g (jak wynika z literatury (123)) ale poziomy fenylocyny były dużo wyższe (do 1,7 ug/g) (124). Niestety nie ma jeszcze danych na temat poziomu cyny u osób z ASD.

Rtęć (Hg)

Ekspozycja środowiskowa na rtęć jest teraz dość powszechna. Najpowszechniejszym źródłem są ryby: wykorzystywana w przemyśle rtęć trafia do wody i kumuluje się w morskich stworzeniach, gdzie jest przekształcana w rtęć metylowaną (125); na ten temat powstała bogata literatura, ale dla zilustrowania problemu, całkowite poziomy rtęci, głównie metylowanej w rybach z Necka wynosiły do 0,8 ug/g (126); maksymalne poziomy 0,8 ug/g zaobserwowano u ryb z Tennessee (127); podczas gdy średnie poziomy u ryb słodkowodnych w Szwecji wynosiły 0,7 ug/g (128). Te poziomy pochodzą z próbek ryb z całego świata ze średnią (dotyczy ryb oceanicznych) wynoszącą 1,2 ug/g, porównywalną do średniej zawartości ołowiu i cyny. U niektórych ryb zawartość rtęci była do 10 razy wyższa.

Rtęć pochodząca z plomb amalgamatowych (około 50% rtęci) to kolejne źródło ekspozycji, ale w badaniach Holmes i innych (47) spożycie ryb nie było podstawową zmienną wpływającą na poziom rtęci we włosach niemowląt w grupie kontrolnej, ale były to amalgamaty i leki zawierające środki konserwujące na bazie rtęci (immunoglobuliny, szczepionki), które odgrywały większą rolę. Gdy studiowano rozwijanie się autyzmu najważniejszym czynnikiem w statystycznym ujęciu była Rho immunoglobulina, co sugeruje że ryzyko autyzmu u potomstwa jest wyższe po wstrzyknięciu rtęci etylowanej niż od plomb amalgamatowych matki.

U dorosłych ludzi poziom rtęci we krwi jest skorelowany z konsumpcją ryb: poziomy rtęci zmniejszają się u osób unikających ryb (p<0.0001). (12). Istotność roli rtęci ze szczepionek w etiologii autyzmu jest dyskusyjna; jedno z badań wykazało takie połączenie (130), podczas gdy inne – nie (131, 132). Jednakże szczepionki i rtęć z immunoglobulin kumulują się z innymi ekspozycjami i co najważniejsze, sposób podania (zastrzyk) i czas podania (podczas okresu noworodkowego i niemowlęcego) powoduje, że szczepienia są ogromnym ryzykiem zaburzeń neurorozwojowych.

Rtęć tak jak ołów i cyna jest neurotoksyną. Zbieżności pomiędzy zatruciem rtęcią a ASD zostały szeroko omówione (30). Ekspozycja w okresie życia płodowego na dietę matki bogatą w ryby powoduje upośledzenie funkcji mózgu u dzieci jeszcze w wieku 7 lat (133) i 14 lat (134). Kliniczne objawy zatrucia rtęcią u dzieci to nadmierna nieśmiałość, nietolerancja, drażliwość i „trudne zachowania” (27). Rozwijający się mózg jest dużo bardziej wrażliwy na efekty toksyczne – w Iraku w latach 1971-72 dzieci urodzone z matek, które jadły chleb zanieczyszczony rtęcią, wykazywały poważne neurologiczne objawy, dużo poważniejsze niż objawy zatrucia u matek (135).

Chociaż można podejrzewać, że rtęć jest główny winowajcą przy ASD, objawy neurologiczne ASD nieco się różnią od objawów zatrucia rtęcią. W zatruciu rtęcią metylowaną częste jest drżenie ciała i upośledzenie ruchu (136), uszkodzenie nerek (137) – a te objawy nie są typowo rozpoznawane przy ASD. Symptomy właściwe dla ASD nie były jak dotąd obserwowane w przypadkach zatrucia rtęcią w Minamata w Japonii w latach 50. i w Iraku w latach 1971-1972 albo w rejonach, gdzie podejrzewa się ekspozycję na rtęć w pożywieniu. Tylko nieliczne przypadki nagłego zatrucia rtęcią objawiają się regresem rozwojowym i zachowaniami autystycznymi (138).

W zasadzie fizyczne objawy zatrucia rtęcią metylowaną różnią się od ASD. Ekspozycja na rtęć powoduje uszkodzenie mózgu u ludzi w różnych obszarach mózgu, niekoniecznie w płacie czołowym albo układzie limbicznym (139, 140); podobne rezultaty ujawniono u dorosłych szczurów poddanych działaniu rtęci metylowanej (141, 142) i u młodych szczurów poddanych działaniu rtęci podczas okresu okołoporodowego i laktacji (142). Jednakże istotny jest też chemiczny typ i sposób podania substancji.

Cicmanec (143) omówił ekspozycję ludzi na pochodne rtęci w Iraku, na Seszelach, Wyspach Owczych i w Peru. Zauważył, że wszystkie cztery badania dotyczyły ekspozycji na rtęć w zakresie 0-40 ppm we włosach matek, ale tylko w badaniach irackich przy dawce tego rozmiaru dochodziło do efektów neurologicznych. Jednak w pozostałych trzech badaniach ekspozycja miała miejsce przez spożycie ryb, podczas gdy w Iraku – zanieczyszczonych ziaren. Ponieważ u organizmów morskich dochodzi do intensywnej konwersji metabolicznej (co jest mniej prawdopodobne w ziarnach zbóż), nie da się tych badań porównać.

Jony rtęci versus organortęć: zróżnicowana toksykologia

TMT i TBT mają różne profile toksykologiczne, zarówno u zwierząt jak i w komórkach, i wyłącznie TMT powoduje uszkodzenia układu limbicznego podobne jak przy ASD. Jony rtęci, rtęć metylowana i rtęć etylowana prezentują również różne profile toksykologiczne (144).

Tylko niektóre badania nad mózgiem i zachowaniem po zatruciu rtęcią etylowaną, głównie w pracach Magos i innych (145), którzy badali wyłącznie koordynację lokomotoryczną u szczurów (co nie jest zależne od funkcji limbicznych). Stałe efekty behawioralne związane z uszkodzeniem hipokampu zaobserwowano u młodych szczurów, którym podano chlorek rtęci etylowanej (146). W niedawnych badaniach (147) dotyczących rtęci etylowanej u ludzi nie adresowano jednak kwestii neurotoksyczności, a inne (148) dotyczyły tylko zmian w móżdżku.

Różne pochodne rozkładają się w różnym tempie. W badaniach nad młodymi małp, które poddano działaniu rtęci metylowanej oraz etylowanej ustalono, że okres półrozpadu obydwu tych pochodnych znacznie się różnił. O wiele większa część rtęci etylowanej (do 7 x więcej) odłożyło się w mózgu, w porównaniu do rtęci metylowanej (149). Poza mózgiem, obydwa rodzaje rtęci prowokowały reakcje autoimmunologiczne u małp; jednak i tutaj obydwa rodzaje rtęci znacznie się różniły (150, 151).

Sposób podania też jest ważny. Hornig i inni (152) stwierdzili, że podanie rtęci etylowanej przez wstrzyknięcie spowodowało uszkodzenia hipokampu u myszy, ze zwiększeniem ilości i zagęszczenia neuronów w obszarze CA1, zaburzeniach w zakręcie zębatym i generalnego powiększenia struktur hipokampu. Ekspozycja została też powiązana ze zmniejszoną aktywnością otwartego pola, parametrem zależnym od funkcji hipokampu. Te efekty toksyczne były zaobserwowane w jednej grupie myszy (SJL), dwie kolejne (C57Bi/6j i BALB/cJ) nie zostały znacznie dotknięte (152), co wskazuje na nieznany czynnik podatności genetycznej.

Inne metale

Aluminium (tak jak TMT) powoduje selektywną degenerację hipokampu, ale głównie w obszarze ZA1 (153). Dawki szczepionek zawierają ilości aluminium (zwykle wodorotlenek glinu 0,25-0,85 mg/dawkę) (154) poniżej ilości zdolnej do spowodowania zaburzeń behawioralnych u szczurów (1 mg/g przez pożywienie (155) albo 10 mg/kg przy zastrzyku (156), chociaż ekspozycja z innych źródeł jest też prawdopodobna.

Zakładając, że ołów, cyna i rtęć (w różnych formułach chemicznych) mogą spowodować specyficzne uszkodzenia układu limbicznego i zmiany behawioralne charakterystyczne dla ASD, można podejrzewać, że zdolne są do tego i inne metale ciężkie. Oprócz rtęci i ołowiu, u dzieci z ASD obserwuje się podwyższone poziomy arszeniku i aluminium (36). Arszenik to szczególnego rodzaju metal, bo średnia koncentracja arszeniku w rybach w Wielkiej Brytanii wynosiła aż 4.4 ug/g (157), czyli byłą wyższa niż ołów i rtęć. Nie da się wykluczyć szczególnej roli tych i innych metali ciężkich, takich jak antymon, kadm, chrom, kobalt, molibden, nikiel, tal i uran; konieczna jest dalsza ocena ryzyka.

Problem w definiowaniu czynników środowiskowych jest taki, że dziecko poddane ekspozycji na ołów (przykładowo) jest niemal na pewno poddane również ekspozycji na inne metale ciężkie pochodzące z przemysłu, w szczególności przetworzonego pożywienia. Specyficzna kombinacja metali ciężkich może stanowić większy czynnik ryzyka niż poszczególne metale. W zasadzie w wielu przypadkach stwierdzono, że kombinacja ekspozycji spowodowała większe szkody niż poszczególne ekspozycje.

Deficyty związane z działaniem metali ciężkich: cynk, miedź, żelazo, selen

Są dwa powody, aby przypuszczać, że braki w pewnych minerałach – a nie ich nadmiar – mogą powodować uszkodzenie mózgu. Po pierwsze, niektóre metale takie jak np. selen chronią przed toksycznością metali ciężkich, ten brak może zwiększać próg wrażliwości. Po drugie, praca mózgu zależy od podaży takich minerałów jak żelazo, miedź i cynk – a podaż tych minerałów jest zniekształcona przez metale toksyczne, które mają wpływ na wchłanianie minerałów przez mózg.

U gryzoni deficyt cynku w okresie ciąży powoduje długotrwające deficyty behawioralne u ich młodych. Specyficzne zaburzenia wskazywały w szczególności na uszkodzenie hipokampu (158). Istnieją dowody anegdotyczne na zaburzony stosunek miedzi do cynku u osób z ASD (65). Zaburzenia w podaży miedzi w okresie laktacji powodowały deficyty strukturalne w hipokampach gryzoni (159). U dzieci z ASD stwierdzono niskie poziomy żelaza (160) a deficyty żelaza u zwierząt wskazywały na uszkodzenie układu limbicznego spowodowane przez inne czynniki (161).

Niedobór żelaza może również mieć wpływ na odkładanie się metali ciężkich. Zarówno u zwierząt, jak i u ludzi ujawniono wysokie poziomy ołowiu jednocześnie z niskimi poziomami żelaza. Liczne badania wykazały silny związek między niedoborem żelaza a zwiększonym poziomem ołowiu we krwi (162). Niedobór żelaza może też odpowiadać niedoborowi wapnia, a niedobór wapnia może zwiększać ryzyko odkładania się metali ciężkich.

Niedobór selenu to też istotny czynnik; brak tego minerału stwierdzono u 1/3 dzieci z ASD (36). Ten minerał jest w niedoborze w diecie niektórych populacji, głównie w Europie (163). Funkcje mózgu zależą bezpośrednio od podaży selenu (164). Gra on rolę podwójną – po pierwsze jest kluczowym składnikiem enzymów, które zapobiegają stresowi oksydacyjnemu w mózgu, po drugie, jest wymagany dla wielu procesów detoksykacji metali ciężkich.

Selen jest unikatowym minerałem, bo jest włączany bezpośrednio do białek. W zasadzie aminokwas selenocysteina – kompleks selenu z zawierającym siarkę aminokwasem cysteiną – jest wyjątkowym dodatkiem do kodu genetycznego. Trójki nukleotydów w cząsteczce DNA (kodony) regulują te włączanie selenocysteiny do nowych białek, doprowadzając do utworzenia się selenoprotein. Selen jest kluczowy dla rozwoju i metabolizmu.

Organizm ludzki wytwarza około 25 selenoprotein (165). Najważniejsze to peroksydaza glutationowa (GPX1-4), która zapobiega stresowi oksydacyjnemu (166) i regeneruje grupy tiulowe w komórkach, konieczne dla mobilizowania metali. Inne białko, selenoproteina P, to transporter (167), który łączy i mobilizuje metale ciężkie takie jak rtęć i kadm (168). Zaburzenia behawioralne zaobserwowano u myszy z defektem genetycznym z zakresu selenoproteiny P (169).

Niedobór selenu może być wyjątkowo ważny w określaniu efektów ekspozycji na metale ciężkie, gdyż selen chroni przed zatruciem rtęcią. W komórkach wyhodowanych w laboratorium suplementacja selenem zapobiega zatruciu rtęcią (170, 171), podobny efekt ma miejsce u zwierząt (172). Niedobór selenu zwiększa też rozmiar uszkodzenia neurologicznego powodowanego przez rtęć metylowaną (173). Dzieje się tak z powodu braku aktywności peroksydazy glutationowej (zależnej od selenu), gdyż zatrucie rtęcią może zostać przeciwstawione suplementacji glutationem (174).

U dzieci z ASD poziomy peroksydazu glutationowej w osoczu i krwinkach czerwonych były znacznie zmniejszone w porównaniu do grupy kontrolnej (175). Jest to istotne, bo niedobór tego enzymu u małych dzieci wiąże się z napadami i powracającymi infekcjami, które można zahamować w niektórych przypadkach suplementacją selenem (176, 177). Myszy pozbawione selenoemzymów GPX-1 i GPX-2 miały stan zapalny jelit powiązany ze zmianami we florze jelitowej (178, 179), podobne do zaburzeń spotykanych u dzieci z ASD. Choć nie jest to jeszcze potwierdzone, specyficzne deficyty jodu, litu, fosforu i potasu mogą również mieć związek z ASD (180).

Sugeruje się, że kombinacja ekspozycji powoduje uszkodzenie układu limbicznego, a metale ciężkie i inne patogeny oddziaływają wspólnie z niedoborami w odżywianiu.

Metale ciężkie i inne obciążenia : toksyczny koktajl

Analiza danych sugeruje, że nowe przypadki ASD są powiązane z, a być może nawet wynikają z ekspozycji na metale ciężkie. Wiele dzieci z ASD wydaje się mieć genetyczne deficyty w mobilizacji rtęci, co może być podłożem zwiększonego obciążenia organizmu rtęcią i ołowiem. Metale ciężkie celują w te same obszary mózgu, które są dysfunkcyjne przy ASD: trimetylocyna (TMT) stanowi ciekawy paradygmat dla specyficznego typu uszkodzeń toksycznych powodowanych przez metale i ich pochodne. Można jednak zasadnie zakładać, że metale ciężkie są głównym winowajcą nowej fali przypadków ASD.

Wydaje się nieprawdopodobnym, że odpowiedzialnym jest jeden metal. Pożywienie pochodzące z morza jest źródłem metali ciężkich – ołów, cyna i rtęć osiągają aktualnie koncentracje to 1 ug/g – czyli dawka ogólna wynosi 3 ug/g. Z uwagi na fakt, że różne metale ciężkie wpływają na biochemiczne ścieżki na różne sposoby, mogą łącznie wywoływać dużo większe uszkodzenia.

Wstępne wyliczenia świadczą o znacznej toksyczności. Toksykologia organometali in vivo pozostaje niezbadana i zależy od podaży, zdolności detoksykacyjnych i procesów eksportu metali dziejących się równocześnie, zaobserwowano zniszczenie komórek w modelowych systemach przy koncentracjach 0.1 uM. Jeżeli jednostka nie ma zdolności do eksportu metali toksycznych, 100 g zanieczyszczonego pożywienia (np. 0.3 organometali w rybach) spożywane co tydzień przez 10 tygodni (łącznie 3 mg organometali) przez dziecko o wadze 20 kg zapewnia dawkę przekraczającą prób bezpieczeństwa i zbliża się do 1 uM – dawki toksycznej, oddziałującej na układ limbiczny.

Niezależnie od tego, nie tylko metale ciężkie uszkadzają układ limbiczny. Polichlorowane bifenyle powodują toksyczność w ten sam sposób, jak metale ciężkie i współdziałając z tymi metalami przy dokonywaniu uszkodzeń (290). Wiadomo, że kombinacja toksyn może spowodować większe uszkodzenie nawet, gdy każda poszczególna toksyna jest na „bezpiecznym” poziomie (291). Okaże się, czy wyłącznie metale ciężkie spowodowały nową falę ASD, czy też równoczesna ekspozycja na inne chemikalia (albo czynniki zakaźne) przeważyły szalę w stronę ASD.

Generalnie istnieją dowody na poparcie tezy Rottera (292), że potrzebny jest „dwuuderzeniowy” mechanizm (kombinacja podatności genetycznej i dodatkowy czynnik ryzyka) aby zaburzenia u danej jednostki stały się dużo poważniejsze. Dzieci z ASD różnią się od rówieśników w sposobie wydalania rtęci; ekspozycja na metale ciężkie i ich kumulacja mogą wyjaśnić zarówno uszkodzenia mózgu zaobserwowane u dzieci z ASD i wzrost liczby przypadków. Nie można jednak jeszcze bez żadnych wątpliwości stwierdzić, czy ekspozycja na metale ciężkie we wczesnym dzieciństwie wystarcza jako jedyny czynnik wywołujący ASD u osoby z predyspozycjami genetycznymi. Można podejrzewać, że ASD rozwija się bardzo rzadko bez obciążenia toksynami, w tym metalami ciężkimi.

Bibliografia:

  1. Deb, S. and Prasad, K.B. (1994) “The prevalence ofautistic disorder among children with a learning dis-ability.” Br.J. Psychiatry 165, 395—399.
  2. Palmer, R.F., Blanchard, S., Stein, Z., Mandell, D. and Miller, C. (2006) “Environmental mercury release, special education rates, and autism disorder: an ecological study of Texas.” Health & Place 12, 203—209.
  3. Gillberg, C. (1980) “Maternal age and infantile autism.” J. Autism Dev. Disord. 10, 293—297.
  4. Hultman, C.M., Sparen, P. and Cnattingius, S. (2002) “Perinatal risk factors for infantile autism.” Epidemi-ology 13, 417—423.
  5. Stromland, K., Nordin, V., Miller, M., Akerstrom, B. and Gillberg, C. (1994) “Autism in thalidomide embryopathy: a population study.” Dev. Med. Child Neurol. 36, 351—356.
  6. Nanson, J.L. (1992) “Autism in fetal alcohol syndrome: a report of six cases.” Alcohol Clin. Exp. Res. 16, 558 —565.
  7. Harris, S.R., MacKay, L.L. and Osborn, J.A. (1995) “Autistic behaviors in offspring ofmothers abusing alcohol and other drugs: a series of case reports.” Alcohol Clin. Exp. Res. 19, 660—665.
  8. Fombonne, E. (2002) “Is exposure to alcohol during pregnancy a risk factor for autism?”J. Autism Dev.Disord. 32, 243.
  9. Davis, E., Fennoy, I., Laraque, D., Kanem, N., Brown, G. and Mitchell, J. (1992) “Autism and developmen-tal abnormalities in children with perinatal cocaine exposure.” J. Natl. Med. Assoc. 84, 315—319.
  10. Moore, S.J., Turnpenny, P., Quinn, A., Glover, S., Lloyd, D.J., Montgomery, T. etal. (2000) “A clinical study of 57 children with fetal anticonvulsant syndromes.”J. Med. Genet. 37, 489—497.
  11. Schneider, T. and Przewlocki, R. (2005) “Behavioral alterations in rats prenatally exposed to valproic acid: animal model of autism.” Neuropsychopharmacology 30, 80—89.
  12. Hightower, J.M. and Moore, D. (2003) “Mercury levels in high-end consumers of fish.” Environ. Health Perspect. 111, 604-608.
  13. Carlsen, E., Giwercman, A., Keiding N. andSkakkebaek, N.E. (1992) “Evidence for decreasingquality of semen during past 50 years.” Brit. Med.J. 305, 609-613.
  14. Swan, S.H., Elkin, E.P. and Fenster, L. (2000) “The question of declining sperm density revisited: an analysis of 101 studies published 1934-1996.” Environ. Health Perspect. 108, 961-966.
  15. Telisman, S., Cvitkovic, P., Jurasovic, J., Pizent, A., Gavella, M. and Rocic, B. (2000) “Semen quality and reproductive endocrine function in relation to biomarkers of lead, cadmium, zinc, and copper in men.” Environ. Health Perspect. 108, 45-53.
  16. Cohen, D.J., Johnson, W.T. and Caparulo, B.K. (1976) “Pica and elevated blood lead level in autistic and atypical children.” Am.J. Dis. Child. 130, 47-48.
  17. Cohen, D.J., Paul, R., Anderson, G.M. and Harcherik, D.F. (1982) “Blood lead in autistic children.” Lancet 2, 94-95.
  18. Shearer, T.R., Larson, K., Neuschwander, J. and Gedney, B. (1982) “Minerals in the hair and nutrient intake of autistic children.” J. Autism Dev. Disord. 12, 25-34.
  19. Bithoney, W.G. (1986) “Elevated lead levels in children with nonorganic failure to thrive.” Pediatrics 78,891 -895.
  20. Accardo, P., Whitman, B., Caul, J. and Rolfe, U. (1988) “Autism and plumbism. A possible association.” Clin. Pediatr. (Phila.) 27, 41-44.
  21. Shannon, M.W. and Graef, J.W. (1992) “Lead intoxication in infancy.” Pediatrics 89, 87-90.
  22. Shannon, M. and Graef, J.W. (1996) “Lead intoxication in children with pervasive developmental disor-ders.”J Toxicol. Clin. Toxicol. 34, 177-181.
  23. Eppright, T.D., Sanfacon, J.A. and Horwitz, E.A. (1996) “Attention deficit hyperactivity disorder, infantile autism, and elevated blood-lead: a possible relationship.” MissouriMed. 93, 136-138.
  24. Kumar, A., Dey, P.K., Singla, P.N., Ambasht, R.S. and Upadhyay, S.K. (1998) “Blood lead levels inchildren with neurological disorders.”J. Trop. Pediatr. 44, 320-322.
  25. Coltman, C.A., Jr. (1969) “Pagophagia and iron lack.” J. Am. Med. Assoc. 207, 513-516.
  26. Denton, D. (1982) The Hunger for Salt. Berlin: Springer.
  27. Baldwin, D.R. and Marshall, W.J. (1999) “Heavy metal poisoning and its laboratory investigation.” Ann. Clin. Biochem. 36 (Pt 3), 267-300.
  28. Lidsky, T.I. and Schneider, J.S. (2005) “Autism and autistic symptoms associated with childhoodlead poi-soning.”J. Appl. Res. 5, 80-87.
  29. Hallaway, N. andStrauts, Z. (1995) TurningLeadinto Gold:HowHeavyMetalPoisoningCanAffectYour Child and How to Prevent and Treat It. Vancouver: New Start.
  30. Bernard, S., Enayati, A., Redwood, L., Roger, H. and Binstock, T. (2001) “Autism: a novel form ofmercury poisoning.” Med. Hypotheses 56, 462-471.
  31. Farris, F.F., Dedrick, R.L., Allen, P.V. and Smith, J.C. (1993) “Physiological model for the pharmaco-kinetics of methyl mercury in the growing rat.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 119, 74-90.
  32. Suzuki, T., Hongo, T., Yoshinaga, J., Imai, H., Nakazawa, M., Matsuo, N. et al. (1993) “The hair-organ relationship in mercury concentration in contemporary Japanese.” Arch. Environ. Health 48, 221 -229.
  33. Wecker, L., Miller, S.B., Cochran, S.R., Dugger, D.L. andJohnson, W.D. (1985) “Trace element concentra-tions in hair from autistic children.” J. Ment. Defic. Res. 29 (Pt 1), 15-22.
  34. Ip, P., Wong, V., Ho, M., Lee, J. and Wong, W. (2004) “Mercury exposure in children with autistic spectrum disorder: case-control study.” J. ChildNeurol. 19, 431-434.
  35. Fido, A. and Al Saad, S. (2005) “Toxic trace elements in the hair of children with autism.” Autism 9,290-298.
  36. Audhya, T. (2004) “Nutritional intervention in autism.” Proc. Autism 1. Conf. June 28. Online at: http://www.fltwood.com/onsite/autism/2004/03.shtml
  37. Adams, J.B., Romdalvik, J., Ramanujam, V.M.S. and Legator, M. (2003) “Research programs: current projects. Baby tooth study.” Autism/Aspergers Research Program at Arizona State University. http://www .eas.asu.edu/~autism/Research/Current.html
  38. Gonzalez-Ramirez, D., Maiorino, R.M., Zuniga-Charles, M., Xu, Z., Hurlbut, K.M., Junco-Munoz, P. etal (1995) “Sodium 2,3-dimercaptopropane-1-sulfonate challenge test for mercury in humans: II. Urinarymercury, porphyrins and neurobehavioral changes ofdental workers in Monterrey, Mexico.” J. Pharmacol.Exp. Ther. 272, 264-274.
  39. Woods, J.S., Martin, M.D., Naleway, C.A. and Echeverria, D. (1993) “Urinary porphyrin profiles as a biomarker of mercury exposure: studies on dentists with occupational exposure to mercury vapor.” J. Toxicol. Environ. Health 40, 235 -246.
  40. Pingree, S.D., Simmonds, P.L., Rummel, K.T. and Woods, J.S. (2001) “Quantitative evaluation of urinary porphyrins as a measure of kidney mercury content and mercury body burden during prolonged methylmercury exposure in rats.” Toxicol. Sci. 61 , 234-240.
  41. Rosen, J.F. and Markowitz, M.E. (1993) “Trends in the management of childhood lead poisonings.” Neurotoxicology14, 211 -217.
  42. Nataf, R., Skorupka, C., Amet, L., Lam, A., Springbett, A. and Lathe, R. (2005) “Porphyrinuria in child-hood autistic disorder.” Submitted for publication.
  43. Woods, J.S. (1996) “Altered porphyrin metabolism as a biomarker of mercury exposure and toxicity.” Can. J. Physiol. Pharmacol. 74, 210-215.
  44. Wang, J.P., Qi, L., Zheng, B., Liu, F., Moore, M.R. andNg, J.C. (2002) “Porphyrins as early biomarkers for arsenic exposure in animals and humans.” Celi Mol. Biol. (Noisy.-le-grand) 48, 835-843.
  45. Marks, G.S., Zelt, D.T. and Cole, S.P. (1982) “Alterations in the heme biosynthetic pathway as an index of exposure to toxins.” Can. J. Physiol. Pharmacol. 60, 1017-1026.
  46. Hill, R.H. (1985) “Effects ofpolyhalogenated aromatic compounds on porphyrin metabolism.” Environ.Health Perspect. 60, 139-143.
  47. Holmes, A.S., Blaxill, M.F. and Haley, B.E. (2003) “Reduced levels of mercury in first baby haircuts of autistic children.” Int.J. Toxicol. 22, 277-285.
  48. Juul-Dam, N., Townsend, J. and Courchesne, E. (2001) “Prenatal, perinatal, and neonatal factors in autism, pervasive developmental disorder-not otherwise specified, and the general population.” Pediatrics 107, E63.
  49. Lonsdale, D., Shamberger, R.J. and Audhya, T. (2002) “Treatment of autism spectrum children with thiamine tetrahydrofurfuryl disulfide: a pilot study.” Neuroendocrinol. Lett. 23, 303 -308.
  50. Bradstreet, J. (2003) “A case control study of mercury burden in children with autistic spectrum disor-ders.” J. Am. Phys. Surg. 8, 76-79.
  51. Holmes, A.S. (2003) Chelation ofMercury for the Treatment ofAutism. http://www.healing-arts.org /children/holmes.htm
  52. Myers, G.J., Davidson, P.W., Palumbo, D., Shamlaye, C., Cox, C., Cernichiari, E. etal. (2000) “Secondary analysis from the Seychelles Child Development Study: the child behavior checklist.” Environ. Res. 84,12-19.
  53. Grandjean, P., Weihe, P. and White, R.F. (1995) “Milestone development in infants exposed to methylmercury from human milk.” Neurotoxicology16, 27-33.
  54. Steuerwald, U., Weihe, P., Jorgensen, P.J., Bjerve, K., Brock, J., Heinzow, B. etal. (2000) “Maternal seafood diet, methylmercury exposure, and neonatal neurologic function.” J. Pediatr. 136, 599-605.
  55. Hu, L.-W., Bernard, J.A. and Che, J. (2003) “Neutron activation analysis of hair samples for the identifica­tion of autism.” Trans. Am. Nuclear Soc. 89, 16-20.
  56. Adams, J.B. and Romdalvik, J. (2004) Arizona State University: Autism Baby Hair Study. http://www .bridges4kids.org/articles/8-04/AZ7-04.html
  57. Adams, J.B. (2004) “A review of the autism-mercury connection.” Conference presentation, Proc. Ann. Meeting Autism Soc. America.
  58. Grandjean, P., Jorgensen, P.J. andWeihe, P. (1994) “Human milkas asource of methylmercury exposure in infants.” Environ. Health Perspect. 102, 74-77.
  59. 59 . Brouwer, O. F. , Onkenhout, W. , Edelbroek, P.M. , de Kom, J. F., de Wolff, F.A. and Peters, A. C. (1992) “Increased neurotoxicity of arsenic in methylenetetrahydrofolate reductase deficiency.” Clin. Neurol. Neurosurg. 94, 307-310.
  60. Kang, S.S., Zhou, J., Wong, P.W., Kowalisyn, J. and Strokosch, G. (1988) “Intermediate homocysteinemia: a thermolabile variant of methylenetetrahydrofolate reductase.” Am. J. Hum. Genet. 43, 414-421.
  61. Frosst, P., Blom, H.J., Milos, R., Goyette, P., Sheppard, C.A., Matthews, R.G. et al. (1995) “A candidate genetic risk factor for vascular disease: a common mutation in methylenetetrahydrofolate reductase.” Nat. Genet. 10, 111-113.
  62. Rozen, R. (1996) “Molecular genetics of methylenetetrahydrofolate reductase deficiency.” J. Inherit. Metab. Dis. 19, 589—594.
  63. Dean, J.C., Moore, S.J., Osborne, A., Howe, J. and Turnpenny, P.D. (1999) “Fetal anticonvulsant syndrome and mutation in the maternal MTHFR gene.” Clin. Genet. 56, 216—220.
  64. Boris, M., Goldblatt, A., Galanko, J. and James, S.J. (2004) “Association of MTHFR gene variants with autism.”/ Am. Phys. Surg. 9, 106—108.
  65. Walsh, T.J., Usman, A. and Tarpey, J. (2001) “Disordered metal metabolism in a large autism population.” Proc. Am. Psychol. Assoc. Conf. New Orleans. http://www.hriptc.org/metal_autism.html
  66. Serajee, F.J., Nabi, R., Zhong, H. and Huq, M. (2004) “Polymorphisms in xenobiotic metabolism genes and autism.”/ Child Neurol. 19, 413—417.
  67. Woods, J.S., Echeverria, D., Heyer, N.J., Simmonds, P.L., Wilkerson, J. and Farin, F.M. (2005) “The associa-tion between genetic polymorphisms ofcoproporphyrinogen oxidase and an atypical porphyrinogenic response to mercury exposure in humans.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 206, 113—120.
  68. Brown, A.W., Aldridge, W.N., Street, B.W. and Verschoyle, R.D. (1979) “The behavioral and neuro-pathologic sequelae of intoxication by trimethyltin compounds in the rat.” Am.J. Pathol. 97, 59—82.
  69. Kutscher, C.L. (1992) “A morphometric analysis of trimethyltin-induced change in rat brain using the Timm technique.” Brain Res. Bull. 28, 519—527.
  70. Dyer, R.S., Deshields, T.L. and Wonderlin, W.F. (1982) “Trimethyltin-induced changes in gross morphol-ogy of the hippocampus.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 141—147.
  71. Chang, L.W., Tiemeyer, T.M., Wenger, G.R. and McMillan, D.E. (1982) “Neuropathology ofmouse hip-pocampus in acute trimethyltin intoxication.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 149—156.
  72. Ruppert, P.H., Walsh, T.J., Reiter, L.W. and Dyer, R.S. (1982) “Trimethyltin-induced hyperactivity: time course and pattern.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 135 —139.
  73. Miller, D.B. and O’Callaghan, J.P. (1984) “Biochemical, functional and morphological indicators of neurotoxicity: effects of acute administration of trimethyltin to the developing rat.”J Pharmacol. Exp. Ther. 231, 744—751.
  74. Paule, M.G., Reuhl, K., Chen, J.J., Ali, S.F. and Slikker, W., Jr. (1986) “Developmental toxicology oftrimethyltin in the rat.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 84, 412—417.
  75. Robertson, D.G., Gray, R.H. and de la Iglesia, F.A. (1987) “Quantitative assessment of trimethyltin induced pathology of the hippocampus.” Toxicol. Pathol. 15, 7—17.
  76. Ishida, N., Akaike, M., Tsutsumi, S., Kanai, H., Masui, A., Sadamatsu, M. et al. (1997) “Trimethyltin syndrome as a hippocampal degeneration model: temporal changes and neurochemical features ofseizure susceptibility and learning impairment.” Neuroscience 81, 1183—1191.
  77. Tsunashima, K., Sadamatsu, M., Takahashi, Y., Kato, N. and Sperk, G. (1998) “Trimethyltin intoxication induces marked changes in neuropeptide expression in the rat hippocampus.” Synapse29, 333—342.
  78. Fiedorowicz, A., Figiel, I., Kaminska, B., Zaremba, M., Wilk, S. and Oderfeld-Nowak, B. (2001) “Dentate granule neuron apoptosis and glia activation in murine hippocampus induced by trimethyltin exposure.”Brain Res. 912, 116—127.
  79. Bruccoleri, A., Pennypacker, K.R. and Harry, G.J. (1999) “Effect ofdexamethasone on elevated cytokine mRNA levels in chemical-induced hippocampal injury.” J. Neurosci. Res. 57, 916—926.
  80. Bruccoleri, A., Brown, H. and Harry, G.J. (1998) “Cellular localization and temporal elevation oftumor necrosis factor-alpha, interleukin-1 alpha, and transforming growth factor-beta 1 mRNA in hippocampal injury response induced by trimethyltin.” J. Neurochem. 71, 1577—1587.
  81. Brown, A.W., Verschoyle, R.D., Street, B.W., Aldridge, W.N. and Grindley, H. (1984) “The neurotoxicityof trimethyltin chloride in hamsters, gerbils and marmosets.” J. Appl. Toxicol. 4, 12—21.
  82. Gozzo, S., Perretta, G., Monaco, V., Andreozzi, U. and Rossiello, E. (1993) “The neuropathology of trimethyltin in the marmoset (Callithrix jacchus) hippocampal formation.” Ecotoxicol. Environ. Saf. 26, 293—301.
  83. Rey, C., Reinecke, H.J. and Besser, R. (1984) “Methyltin intoxication in six men; toxicologic and clinical aspects.” Vet. Hum. Toxicol. 26, 121—122.
  84. Besser, R., Kramer, G., Thumler, R., Bohl, J., Gutmann, L. and Hopf, H.C. (1987) “Acute trimethyltin limbic-cerebellar syndrome.” Neurology 37, 945—950.
  85. van Heijst, A.N.P. (1993) “Trimethyltin compounds.” Int. Prog. Chem. Safety Group: Poisons Information Monograph G019. http://www.inchem.org/documents/pims/chemical/pimg019.htm
  86. Kreyberg, S., Torvik, A., Bjorneboe, A., Wiik-Larsen, W. and Jacobsen, D. (1992) “Trimethyltin poison-ing: report ofa case with postmortem examination.” Clin. Neuropathol. 11 , 256-259.
  87. Aschner, M. and Aschner, J.L. (1992) “Cellular and molecular effects oftrimethyltin and triethyltin: rele-vance to organotin neurotoxicity.” Neurosci. Biobehav. Rev. 16, 427-435.
  88. Thompson, T.A., Lewis, J.M., Dejneka, N.S., Severs, W.B., Polavarapu, R. and Billingsley, M.L. (1996)”Induction of apoptosis by organotin compounds in vitro: neuronal protection with antisense oligonucleotides directed against stannin.” J. Pharmacol. Exp. Ther. 276, 1201 -1216.
  89. Doctor, S.V., Costa, L.G. and Murphy, S.D. (1982) “Effect of trimethyltin on chemically-induced seizures.” Toxicol. Lett. 13, 217-223.
  90. Wenger, G.R., McMillan, D.E. and Chang, L.W. (1984) “Behavioral effects oftrimethyltin in two strains ofmice. I. Spontaneous motor activity.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 73, 78-88.
  91. Isaacson, R.L. (2002) “Unsolved mysteries: the hippocampus.” Behav. Cogn. Neurosci. Rev. 1, 87-107.
  92. Ishido, M., Masuo, Y., Oka, S., Kunimoto, M. and Morita, M. (2002) “Application ofsupermex system to screen behavioral traits produced by tributyltin in the rat.” J. Health Sci. 48, 451 -454.
  93. Reiter, L.W. and Ruppert, P.H. (1984) “Behavioral toxicity of trialkyltin compounds: a review.” Neurotoxicology5, 177-186.
  94. Reuhl, K.R. and Cranmer, J.M. (1984) “Developmental neuropathology of organotin compounds.” Neurotoxicology5, 187-204.
  95. Chang, L.W. (1990) “The neurotoxicology and pathology of organomercury, organolead, and organ-otin.”J. Toxicol. Sci. 15, Suppl 4, 125-151.
  96. Koczyk, D. (1996) “How does trimethyltin affect the brain? Facts and hypotheses.” Acta Neurobiol. Exp. (Wars.) 56, 587-596.
  97. Swartzwelder, H.S., Holahan, W. and Myers, R.D. (1983) “Antagonism by d-amphetamine of trim-ethyltin-induced hyperactivity evidence toward an animal model of hyperkinetic behavior.” Neuro-pharmacology 22, 1049-1054.
  98. Young, J.S. and Fechter, L.D. (1986) “Trimethyltin exposure produces an unusual form oftoxic auditory damage in rats.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 82, 87-93.
  99. Eastman, C.L., Young, J.S. and Fechter, L.D. (1987) “Trimethyltin ototoxicity in albino rats.” Neurotoxicol.Teratol. 9, 329-332.
  100. Hoeffding, V. and Fechter, L.D. (1991) “Trimethyltin disrupts auditory function and cochlear morphol-ogy in pigmented rats.” Neurotoxicol. Teratol. 13, 135-145.
  101. Tang, X.J., Lai, G.C., Huang, J.X., Li, L.Y., Deng, Y.Y., Yue, F. et al. (2002) “Studies on hypokalemiainduced by trimethyltin chloride.” Biomed. Environ. Sci. 15, 16-24.
  102. Chang, L.W. (1984) “Hippocampal lesions induced by trimethyltin in the neonatal rat brain.” Neuro-toxicology5, 205-215.
  103. Swartzwelder, H.S., Dyer, R.S., Holahan, W. and Myers, R.D. (1981) “Activity changes in rats following acute trimethyltin exposure.” Neurotoxicology2, 589-593.
  104. Miller, D.B., Eckerman, D.A., Krigman, M.R. and Grant, L.D. (1982) “Chronic neonatal organotin exposure alters radial-arm maze performance in adult rats.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 185 -190.
  105. Walsh, T.J., Gallagher, M., Bostock, E. and Dyer, R.S. (1982) “Trimethyltin impairs retention ofa passive avoidance task.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 163-167.
  106. Messing, R.B., Bollweg, G., Chen, Q. and Sparber, S.B. (1988) “Dose-specific effects oftrimethyltin poi-soning on learning and hippocampal corticosterone binding.” Neurotoxicology9, 491 -502.
  107. Walsh, T.J., McLamb, R.L. and Tilson, H.A. (1984) “Organometal-induced antinociception: a time- and dose-response comparison oftriethyl and trimethyl lead and tin.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 73, 295 -299.
  108. Dyer, R.S., Wonderlin, W.F. and Walsh, T.J. (1982) “Increased seizure susceptibility following tri-methyltin administration in rats.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 203 -208.
  109. Sloviter, R.S., von Knebel, D.C., Walsh, T.J. and Dempster, D.W. (1986) “On the role ofseizure activityin the hippocampal damage produced by trimethyltin.” Brain Res. 367, 169-182.
  110. Johnson, C.T., Dunn, A.R. and Swartzwelder, H.S. (1984) “Disruption oflearned and spontaneous alter-nation in the rat by trimethyltin: chronic effects.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 6, 337-340.
  111. Stanton, M.E., Jensen, K.F. and Pickens, C.V. (1991) “Neonatal exposure to trimethyltin disrupts spatial delayed alternation learning in preweanling rats.” Neurotoxicol. Teratol. 13, 525-530.
  112. Dyer, R.S., Howell, W.E. and Wonderlin, W.F. (1982) “Visual system dysfunction following acute trimethyltin exposure in rats.” Neurobehav. Toxicol. Teratol. 4, 191 —195.
  113. Yanofsky, N.N., Nierenberg, D. and Turco, J.H. (1991) “Acute short-term memory loss from trimethyltin exposure.”J. Emerg. Med. 9, 137—139.
  114. Gale, N.L., Adams, C.D., Wixson, B.G., Loftin, K.A. and Huang, Y.W. (2002) “Lead concentrations in fish and river sediments in the old lead belt ofMissouri.” Environ. Sci. Technol. 36, 4262—4268.
  115. Petit, T.L., Alfano, D.P. and LeBoutillier, J.C. (1983) “Early lead exposure and the hippocampus: a review and recent advances.” Neurotoxicology 4, 79—94.
  116. Munoz, C., Garbe, K., Lilienthal, H. and Winneke, G. (1988) “Significance of hippocampal dysfunction in low level lead exposure of rats.” Neurotoxicol. Teratol. 10, 245—253.
  117. Lorenzo, A.V., Gewirtz, M. and Averill, D. (1978) “CNS lead toxicity in rabbit offspring.” Environ. Res. 17, 131—150.
  118. Bondy, S.C., Hong, J.S., Tilson, H.A. andWalsh, T.J. (1985) “Effects of triethyl lead on hot-plate respon-siveness and biochemical properties ofhippocampus.” Pharmacol. Biochem. Behav. 22, 1007—1011.
  119. Moreira, E.G., Vassilieff, I. and Vassilieff, V.S. (2001) “Developmental lead exposure: behavioral alter-ations in the short and long term.” Neurotoxicol. Teratol. 23, 489—495.
  120. Stiles, K.M. and Bellinger, D.C. (1993) “Neuropsychological correlates of low-level lead exposure in school-age children: a prospective study.” Neurotoxicol. Teratol. 15, 27—35.
  121. IARC (1987) “Fluorides (inorganic) used in drinking water.” International Agency for Research on Cancer (IARC) Monographs Programme on the Evaluation of Carcinogenic Risks to Humans. Supplement 7, 208. http://www-cie.iarc.fr/htdocs/monographs/suppl7/fluorides.html
  122. Wilkinson, R.R. (1984) “Technoeconomic and environmental assessment of industrial organotin com-pounds.” Neurotoxicology 5, 141—158.
  123. Hoch, M. (2001) “Organotin compounds in the environment — an overview.” Appl. Geochem. 16,719—743.
  124. Borghi, V. and Porte, C. (2002) “Organotin pollution in deep-sea fish from the northwestern Mediterra-nean.” Environ. Sci. Technol. 36, 4224—4228.
  125. Goldman, L.R. and Shannon, M.W. (2001) “Technical report: mercury in the environment: implications for pediatricians.” Pediatrics 108, 197—205.
  126. Falter, R. andScholer, H.F. (1994) “Determination of methyl-, ethyl-, phenyl and total mercury in Neckar River fish.” Chemosphere29, 1333—1338.
  127. Burger, J. and Campbell, K.R. (2004) “Species differences in contaminants in fish on and adjacent to the Oak Ridge Reservation, Tennessee.” Environ. Res. 96, 145—155.
  128. Johnsson, C., Sallsten, G., Schutz, A., Sjors, A. and Barregard, L. (2004) “Hair mercurylevels versus fresh-water fish consumptionin householdmembers ofSwedish anglingsocieties.” Environ. Res. 96, 257—263.
  129. United Nations Environment Program (2003) Global Mercury Assessment Report; Mercury Levels in Fish/ Shellfish in Different Regions of the World. Online at http://www.chem.unep.ch/mercury/Report/GMA-report-TOC.htm, Chapter 4, Table 0.5.
  130. Geier, D.A. and Geier, M.R. (2004) “A comparative evaluation ofthe effects ofMMR immunization and mercury doses from thimerosal-containing childhood vaccines on the population prevalence ofautism.” Med. Sci. Monit. 10, I33—139.
  131. Verstraeten, T., Davis, R.L., DeStefano, F., Lieu, T.A., Rhodes, P.H., Black, S.B. et al. (2003) “Safety of thimerosal-containing vaccines: a two-phased study of computerized health maintenance organization databases.” Pediatrics 112, 1039—1048.
  132. Mulder, E.J., Anderson, G.M., Kema, I.P., de Bildt, A., van Lang, N.D., den Boer, J.A. et al. (2004) “Platelet serotonin levels in pervasive developmental disorders and mental retardation: diagnostic group differ-ences, within-group distribution, and behavioral correlates.” J. Am. Acad. Child Adolesc. Psychiatry 43,491 —499.
  133. Grandjean, P., White, R.F., Weihe, P. and Jorgensen, P.J. (2003) “Neurotoxic risk caused by stable and variable exposure to methylmercury from seafood.” Ambul. Pediatr. 3, 18—23.
  134. Murata, K., Weihe, P., Budtz-Jorgensen, E., Jorgensen, P.J. and Grandjean, P. (2004) “Delayed brainstem auditory evoked potential latencies in 14-year-old children exposed to methylmercury.” J. Pediatr. 144,177—183.
  135. 135. Marsh, D.O., Clarkson, T.W., Cox, C., Myers, G.J., Amin-Zaki, L. and Al Tikriti, S. (1987) “Fetal methylmercury poisoning. Relationship between concentration in single strands of maternal hair and child effects.” Arch. Neurol. 44, 1017-1022.
  136. Harada, M. (1995) “Minamata disease: methylmercury poisoning in Japan caused by environmental pol-lution.” Crit. Rev. Toxicol. 25, 1 -24.
  137. Iesato, K., Wakashin, M., Wakashin, Y. and Tojo, S. (1977) “Renal tubular dysfunction in Minamata disease. Detection of renal tubular antigen and beta-2-microglobin in the urine.” Ann. Intern. Med. 86, 731-737.
  138. Chrysochoou, C., Rutishauser, C., Rauber-Luthy, C., Neuhaus, T., Boltshauser, E. and Superti-Furga, A. (2003) “An 11-month-old boy with psychomotor regression and auto-aggressive behaviour.” Eur. J. Pediatr. 162, 559-561.
  139. Korogi, Y., Takahashi, M., Sumi, M., Hirai, T., Okuda, T., Shinzato, J. et al. (1994) “MR imaging ofMinamata disease: qualitative and quantitative analysis.” Radiat. Med. 12, 249-253.
  140. Korogi, Y., Takahashi, M., Okajima, T. and Eto, K. (1998) “MR findings ofMinamata disease – organic mercury poisoning.” J. Magn. Reson. Imaging8, 308-316.
  141. Moller-Madsen, B. and Danscher, G. (1991) “Localization of mercury in CNS of the rat. IV. The effect of selenium on orally administered organic andinorganic mercury.” Toxicol.Appl. Pharmacol. 108,457-473.
  142. Sakamoto, M., Kakita, A., Wakabayashi, K., Takahashi, H., Nakano, A. and Akagi, H. (2002) “Evaluation ofchanges in methylmercury accumulation in the developing rat brain and its effects: a study with con-secutive and moderate dose exposure throughout gestation andlactation periods.” BrainRes. 949,5 1-59.
  143. Cicmanec, J.L. (1996) “Comparison offour human studies of perinatal exposure to methylmercury for use in risk assessment.” Toxicology111 , 157-162.
  144. Shenker, B.J., Guo, T.L. and Shapiro, I.M. (2000) “Mercury-induced apoptosis in human lymphoid cells: evidence that the apoptotic pathway is mercurial species dependent.” Environ. Res. 84, 89-99.
  145. Magos, L., Brown, A.W., Sparrow, S., Bailey, E., Snowden, R.T. and Skipp, W.R. (1985) “The comparative toxicology of ethyl- and methylmercury.” Arch. Toxicol. 57, 260-267.
  146. Lehotzky, K., Szeberenyi, J.M., Ungvary, G. and Kiss, A. (1988) “Behavioral effects of prenatal methoxy-ethyl-mercury chloride exposure in rat pups.” Neurotoxicol. Teratol. 10, 471 -474.
  147. Pichichero, M.E., Cernichiari, E., Lopreiato, J. and Treanor, J. (2002) “Mercury concentrations and metab-olism ininfants receiving vaccines containing thiomersal: a descriptivestudy.”Lancet360, 1737-1741.
  148. Ueha-Ishibashi, T., Oyama, Y., Nakao, H., Umebayashi, C., Nishizaki, Y., Tatsuishi, T. et al. (2004) “Effect of thimerosal, a preservative in vaccines, on intracellular Ca2+ concentration of rat cerebellar neurons.” Toxicology 195, 77-84.
  149. Burbacher, T.M., Shen, D.D., Liberato, N., Grant, K.S., Cernichiari, E. and Clarkson, T. (2005) “Compari-son ofblood and brain mercury levels in infant monkeys exposed to methylmercury or vaccines contain-ing thimerosal.” Environ. Health Perspect. 113, 1015-1021.
  150. Havarinasab, S., Haggqvist, B., Bjorn, E., Pollard, K.M. and Hultman, P. (2005) “Immunosuppressive and autoimmune effects of thimerosal in mice.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 204, 109-121.
  151. Haggqvist, B., Havarinasab, S., Bjorn, E. and Hultman, P. (2005) “The immunosuppressive effect of methylmercurydoes not preclude development ofautoimmunityin geneticallysusceptible mice.” Toxicology208, 149-164.
  152. Hornig, M., Chian, D. and Lipkin, W.I. (2004) “Neurotoxic effects of postnatal thimerosal are mouse strain dependent.” Mol. Psychiatry9, 833-845.
  153. Miu, A.C., Andreescu, C.E., Vasiu, R. and Olteanu, A.I. (2003) “A behavioral and histological studyofthe effects of long-term exposure of adult rats to aluminum.” Int. J. Neurosci. 113, 1197-1211.
  154. Offit, P.A. andJew, R.K. (2003) “Addressing parents’ concerns: do vaccines contain harmful preservatives, adjuvants, additives, or residuals?” Pediatrics 112, 1394-1397.
  155. Golub, M.S. and Germann, S.L. (2001) “Long-term consequences of developmental exposure to aluminum in a suboptimal diet for growth and behavior ofSwiss Webster mice.” Neurotoxicol. Teratol. 23,365 -372.
  156. Golub, M.S., Gershwin, M.E., Donald, J.M., Negri, S. and Keen, C.L. (1987) “Maternal and developmen-tal toxicity of chronic aluminum exposure in mice.” Fundam. Appl. Toxicol. 8, 346-357.
  157. Ministry of Agriculture, F.a.F.U. (1999) “The 1997 total diet study: aluminium, arsenic, cadmium, chromium, copper, lead, mercury, nickel, selenium, tin and zinc.” Food Surveillance Information Sheet 191 .
  158. Petit, T.L. and LeBoutillier, J.C. (1986) “Zincdeficiency in the postnatal rat: implications for lead toxicity.” Neurotoxicology 7, 237—246.
  159. Hunt, C.D. and Idso, J.P. (1995) “Moderate copper deprivation during gestation and lactation affects dentate gyrus and hippocampal maturation in immature male rats.”J. Nutr. 125, 2700—2710.
  160. Latif, A., Heinz, P. and Cook, R. (2002) “Iron deficiency in autism and Asperger syndrome.” Autism 6, 103—114.
  161. Rao, R., de Ungria, M., Sullivan, D., Wu, P., Wobken, J.D., Nelson, C.A. etal. (1999) “Perinatal brain iron deficiency increases the vulnerability of rat hippocampus to hypoxic ischemic insult.” J. Nutr. 129,199 —206.
  162. Bradman, A., Eskenazi, B., Sutton, P., Athanasoulis, M. and Goldman, L.R. (2001) “Iron deficiencyassoci-ated with higher blood lead in children living in contaminated environments.” Environ. Health Perspect. 109, 1079—1084.
  163. Rayman, M.P. (2000) “The importance of selenium to human health.” Lancet356, 233—241.
  164. Whanger, P.D. (2001) “Selenium and the brain: a review.” Nutr. Neurosci. 4, 81 —97.
  165. Kryukov, G.V., Castellano, S., Novoselov, S.V., Lobanov, A.V., Zehtab, O., Guigo, R. etal. (2003) “Charac-terization of mammalian selenoproteomes.” Science 300, 1439—1443.
  166. Arthur, J.R. (2000) “The glutathione peroxidases.” CellMol. LifeSci. 57, 1825—1835.
  167. Schomburg, L., Schweizer, U., Holtmann, B., Flohe, L., Sendtner, M. and Kohrle, J. (2003) “Gene disrup-tion discloses role of selenoprotein P in selenium delivery to target tissues.” Biochem.J. 370, 397—402.
  168. Sasakura, C. and Suzuki, K.T. (1998) “Biological interaction between transition metals (Ag, Cd and Hg), selenide/sulfide and selenoprotein P.”J. Inorg. Biochem. 71, 159—162.
  169. Hill, K.E., Zhou, J., McMahan, W.J., Motley, A.K. andBurk, R.F. (2004) “Neurological dysfunction occurs in mice with targeted deletion of the selenoprotein P gene.” J. Nutr. 134, 157—161.
  170. Morimoto, K., Iijima, S. and Koizumi, A. (1982) “Selenite prevents the induction of sister-chromatid exchanges by methyl mercury and mercuric chloride in human whole-blood cultures.” Mutat. Res. 102,183 —192.
  171. Frisk, P., Wester, K., Yaqob, A. and Lindh, U. (2003) “Selenium protection against mercury-induced apoptosis and growth inhibition in cultured K-562 cells.” Biol. Trace Elem. Res. 92, 105—114.
  172. Satoh, H., Yasuda, N. and Shimai, S. (1985) “Development of reflexesin neonatal mice prenatally exposed to methylmercury and selenite.” Toxicol. Lett. 25, 199—203.
  173. Watanabe, C., Yin, K., Kasanuma, Y. and Satoh, H. (1999) “In utero exposure to methylmercury and Se deficiency converge on the neurobehavioral outcome in mice.” Neurotoxicol. Teratol. 21 , 83—88.
  174. James, S.J., Slikker, W., III, Melnyk, S., New, E., Pogribna, M. and Jernigan, S. (2005) “Thimerosal neurotoxicity is associated with glutathione depletion: protection with glutathione precursors.” Neurotoxicology 26, 1 —8.
  175. Yorbik, O., Sayal, A., Akay, C., Akbiyik, D.I. andSohmen, T. (2002) “Investigation of antioxidant enzymes in children with autistic disorder.” Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids 67, 341 —343.
  176. Weber, G.F., Maertens, P., Meng, X.Z. and Pippenger, C.E. (1991) “Glutathione peroxidase deficiency and childhood seizures.” Lancet 337, 1443—1444.
  177. Ramaekers, V.T., Calomme, M., Vanden Berghe, D. and Makropoulos, W. (1994) “Selenium deficiency triggering intractable seizures.” Neuropediatrics 25, 217—223.
  178. Esworthy, R.S., Binder, S.W., Doroshow, J.H. and Chu, F.F. (2003) “Microflora trigger colitis in mice defi-cient in selenium-dependent glutathione peroxidase and induce Gpx2 gene expression.” Biol. Chem. 384,597 —607.
  179. 179. Chu, F.F., Esworthy, R.S., Chu, P.G., Longmate, J.A., Huycke, M.M., Wilczynski, S. et al. (2004) “Bacteria-induced intestinal cancer in mice with disrupted Gpx1 and Gpx2 genes.” Cancer Res. 64,962—968.
  180. Adams, J.B., Holloway, C.E., George, F. and Quig, D. (2003) “Toxic metals and essential metals in the hair of children with autism and their mothers.” DAN! Conference,3—5 October. Online at: http://www .autismwebsite.com/ari/dan/adams1.htm
  181. Donnelly, S., Loscher, C.E., Lynch, M.A. and Mills, K.H. (2001) “Whole-cell but not acellular pertussis vaccines induce convulsive activity in mice: evidence of a role for toxin-induced interleukin-1beta in a new murine model for analysis ofneuronal side effects ofvaccination.” Infect. Immun. 69, 4217—4223.
  182. 182. Braun, J.S., Sublett, J.E., Freyer, D., Mitchell, T.J., Cleveland, J.L., Tuomanen, E.I. et al. (2002) “Pneumococcal pneumolysin and H(2)O(2) mediate brain cell apoptosis during meningitis.” J. Clin. Invest.109, 19-27.
  183. 183. Visser, P.J., Krabbendam, L., Verhey, F.R., Hofman, P.A., Verhoeven, W.M., Tuinier, S. et al. (1999) “Brain
    correlates of memory dysfunction in alcoholic Korsakoff’s syndrome.”J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry 67,774-778.
  184. Martin, P.R., Singleton, C.K. and Hiller-Sturmhofel, S. (2003) “The role of thiamine deficiency in alco-holic brain disease.” Alcohol Res. Health 27, 134-142.
  185. Kurth, C., Wegerer, V., Reulbach, U., Lewczuk, P., Kornhuber, J., Steinhoff, B.J. et al. (2004) “Analysis of hippocampal atrophy in alcoholic patients by a Kohonen feature map.” Neuroreport 15, 367-371.
  186. den Heijer, T., Vermeer, S.E., Clarke, R., Oudkerk, M., Koudstaal, P.J., Hofman, A. et al. (2003) “Homocysteine and brain atrophy on MRI of non-demented elderly.” Brain 126, 170-175.
  187. Watanabe, A. (1998) “Cerebral changes in hepatic encephalopathy.” J. Gastroenterol. Hepatol. 13,752-760.
  188. 188. Shapre, L.G., Olney, J.W., Ohlendorf, C., Lyss, A., Zimmerman, M. and Gale, B. (1975) “Brain damage and
    associated behavioral deficits following the administration of L-cysteine to infant rats.” Pharmacol.Biochem. Behav. 3, 291 -298.
  189. Streck, E.L., Bavaresco, C.S., Netto, C.A. and Wyse, A.T. (2004) “Chronic hyperhomocysteinemia provokes a memory deficit in rats in the Morris water maze task.” Behav. Brain Res. 153, 377-381.
  190. Kubova, H., Folbergrova, J. and Mares, P. (1995) “Seizures induced by homocysteine in rats during ontogenesis.” Epilepsia 36, 750-756.
  191. Stoltenburg-Didinger, G. (1994) “Neuropathology of the hippocampus and its susceptibility to neuro-toxic insult.” Neurotoxicology15, 445-450.
  192. Zola-Morgan, S., Squire, L.R., Rempel, N.L., Clower, R.P. and Amaral, D.G. (1992) “Enduring memory impairment in monkeys after ischemic damage to the hippocampus.” J. Neurosci. 12, 2582-2596.
  193. DeLong, G.R. and Heinz, E.R. (1997) “The clinical syndrome ofearly-life bilateral hippocampal sclero-sis.” Ann. Neurol. 42, 11 -17.
  194. Takeda, A. (2000) “Movement of zinc and its functional significance in the brain.” Brain Res. Rev. 34,137-148.
  195. Scheuhammer, A.M. and Cherian, M.G. (1982) “The regional distribution oflead in normal rat brain.” Neurotoxicology3, 85-92.
  196. Pellmar, T.C., Fuciarelli, A.F., Ejnik, J.W., Hamilton, M., Hogan, J., Strocko, S. et al. (1999) “Distribution of uranium in rats implanted with depleted uranium pellets.” Toxicol. Sci. 49, 29-39.
  197. Feng, W., Wang, M., Li, B., Liu, J., Chai, Z., Zhao, J. et al. (2004) “Mercury and trace element distribution in organic tissues and regional brain offetal rat after in utero and weaning exposure to lowdose ofinorganic mercury.” Toxicol. Lett. 152, 223-234.
  198. Cook, L.L., Stine, K.E. and Reiter, L.W. (1984) “Tin distribution in adult rat tissues after exposure to trimethyltin and triethyltin.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 76, 344-348.
  199. Naeve, G.S., Vana, A.M., Eggold, J.R., Kelner, G.S., Maki, R., Desouza, E.B. et al. (1999) “Expression profile ofthe copper homeostasis gene, rAtox1, in the rat brain.” Neuroscience 93, 1179-1187.
  200. Kobayashi, M., Takamatsu, K., Saitoh, S., Miura, M. and Noguchi, T. (1992) “Molecular cloning of hippocalcin, a novel calcium-binding protein of the recovering family exclusively expressed in hippo-campus.” Biochem. Biophys. Res. Commun. 189, 511 -517.
  201. Masters, B.A., Quaife, C.J., Erickson, J.C., Kelly, E.J., Froelick, G.J., Zambrowicz, B.P. et al. (1994) “Metallothionein III is expressed in neurons that sequester zinc in synaptic vesicles.” J. Neurosci. 14,5844-5857.
  202. Palumaa, P., Eriste, E., Njunkova, O., Pokras, L., Jornvall, H. and Sillard, R. (2002) “Brain-specific metallothionein-3 has higher metal-binding capacity than ubiquitous metallothioneins and binds metals noncooperatively.” Biochemistry41 , 6158-6163.
  203. Toggas, S.M., Krady, J.K. and Billingsley, M.L. (1992) “Molecular neurotoxicologyoftrimethyltin: identi­fication ofstannin, a novel protein expressed in trimethyltin-sensitive cells.” Mol. Pharmacol. 42,44-56.
  204. Dejneka, N.S., Patanow, C.M., Polavarapu, R., Toggas, S.M., Krady, J.K. and Billingsley, M.L. (1997)  “Localization and characterization of stannin: relationship to cellular sensitivity to organotin com-pounds.” Neurochem. Int. 31 , 801 -815.
  205. Pullen, R.G., Candy, J.M., Morris, C.M., Taylor, G., Keith, A.B. and Edwardson, J.A. (1990) “Gallium-67 as a potential marker for aluminium transport in rat brain: implications for Alzheimer’s disease.” J. Neurochem. 55, 251—259.
  206. Morris, C.M., Candy, J.M., Kerwin, J.M. and Edwardson, J.A. (1994) “Transferrin receptors in the normal human hippocampus and in Alzheimer’s disease.” Neuropathol. Appl. Neurobiol. 20, 473—477.
  207. Wenzel, H.J., Cole, T.B., Born, D.E., Schwartzkroin, P.A. and Palmiter, R.D. (1997) “Ultrastructural local-ization of zinc transporter-3 (ZnT-3) to synaptic vesicle membranes within mossy fiber boutons in the hippocampus ofmouse and monkey.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 12676—12681.
  208. Davidson, C.E., Reese, B.E., Billingsley, M.L. and Yun, J.K. (2004) “Stannin, a protein that localizes to the mitochondria and sensitizes NIH-3T3 cells to trimethyltin and dimethyltin toxicity.” Mol. Pharmacol. 66, 855—863.
  209. Buck, B., Mascioni, A., Que, L., Jr. and Veglia, G. (2003) “Dealkylation oforganotin compounds by bio-logical dithiols: toward the chemistry of organotin toxicity.” J. Am. Chem. Soc. 125, 13316—13317.
  210. Buck, B., Mascioni, A., Cramer, C.J. and Veglia, G. (2004) “Interaction of alkyltin salts with biological dithiols: dealkylation and induction of a regular beta-turn structure in peptides.”J. Am. Chem. Soc. 126,14400—14410.
  211. 211. DeSilva, T.M., Veglia, G., Porcelli, F., Prantner, A.M. and Opella, S.J. (2002) “Selectivity in heavy metal-binding to peptides and proteins.” Biopolymers 64, 189—197.
  212. 212. Dejneka, N.S., Polavarapu, R., Deng, X., Martin-DeLeon, P.A. and Billingsley, M.L. (1998) “Chromosomal localization and characterization of the stannin (Snn) gene.” Mamm. Genome 9, 556—564.
  213. Gould, E., Reeves, A.J., Fallah, M., Tanapat, P., Gross, C.G. and Fuchs, E. (1999) “Hippocampal neurogenesis in adult Old World primates.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 5263—5267.
  214. Kornack, D.R. and Rakic, P. (1999) “Continuation of neurogenesis in the hippocampus of the adult macaque monkey.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 5768—5773.
  215. Eriksson, P.S., Perfilieva, E., Bjork-Eriksson, T., Alborn, A.M., Nordborg, C., Peterson, D.A. etal. (1998) “Neurogenesis in the adult human hippocampus.” Nat. Med. 4, 1313—1317.
  216. Bernier, P.J., Bedard, A., Vinet, J., Levesque, M. and Parent, A. (2002) “Newly generated neurons in the amygdala and adjoining cortex ofadult primates.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, 11464—11469.
  217. Yamaguchi, M., Saito, H., Suzuki, M. and Mori, K. (2000) “Visualization ofneurogenesis in the central nervous system using nesting promoter-GFP transgenic mice.” Neuroreport 11 , 1991 —1996.
  218. Kornack, D.R. and Rakic, P. (2001) “Cell proliferation without neurogenesis in adult primate neocortex.” Science294, 2127—2130.
  219. Rogers, S.J., Hepburn, S. and Wehner, E. (2003) “Parent reports of sensory symptoms in toddlers with autism and those with other developmental disorders.” J. Autism Dev. Disord. 33, 631—642.
  220. Boulikas, T. and Vougiouka, M. (2003) “Cisplatin and platinum drugs at the molecular level (Review).” Oncol. Rep. 10, 1663—1682.
  221. Tulub, A.A. and Stefanov, V.E. (2001) “Cisplatin stops tubulin assembly into microtubules. A new insight into the mechanism of antitumor activity of platinum complexes.” Int.J. Biol. Macromol. 28, 191—198.
  222. Fujii, T. (1997) “Transgenerational effects ofmaternal exposure to chemicals on the functional develop-ment of the brain in the offspring.” Cancer Causes Control 8, 524—528.
  223. Schneider, J.S., Anderson, D.W., Wade, T.V., Smith, M.G., Leibrandt, P., Zuck, L. etal. (2005) “Inhibition of progenitor cell proliferation in the dentate gyrus of rats following post-weaning lead exposure.” Neurotoxicology 26, 141 —145.
  224. Keates, R.A. and Yott, B. (1984) “Inhibition of microtubule polymerization by micromolar concentrations of mercury (II).” Can.J. Biochem. Cell Biol. 62, 814—818.
  225. Imura, N., Miura, K., Inokawa, M. and Nakada, S. (1980) “Mechanism of methylmercury cytotoxicity: by biochemical and morphological experiments using cultured cells.” Toxicology 17, 241 —254.
  226. Kaufmann, W.E. and Moser, H.W. (2000) “Dendritic anomalies in disorders associated with mental retar-dation.” Cereb. Cortex 10, 981—991.
  227. Vogel, D.G., Margolis, R.L. and Mottet, N.K. (1985) “The effects of methyl mercury binding to microtubules.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 80, 473—486.
  228. Brown, D.L., Reuhl, K.R., Bormann, S. and Little, J.E. (1988) “Effects of methyl mercury on the microtubule system of mouse lymphocytes.” Toxicol. Appl. Pharmacol. 94, 66—75.
  229. Leong, C.C., Syed, N.I. and Lorscheider, F.L. (2001) “Retrograde degeneration of neurite membrane structural integrity of nerve growth cones following in vitro exposure to mercury.” Neuroreport 12, 733-737.
  230. Nyka, W.M. (1976) “Cerebral lesions of mature newborn due to perinatal hypoxia. I. Placental andumbil-ical cord pathology.” Z. GeburtshilfePerinatol. 180, 290-294.
  231. Tasker, R.C. (2001) “Hippocampal selective regional vulnerability and development.” Dev. Med. Child Neurol. Suppl. 86, 6-7.
  232. Back, T., Hemmen, T. and Schuler, O.G. (2004) “Lesion evolution in cerebral ischemia.” J. Neurol. 251 ,388-397.
  233. Henke, K., Kroll, N.E., Behniea, H., Amaral, D.G., Miller, M.B., Rafal, R. et al. (1999) “Memory lost and regained following bilateral hippocampal damage.” J. Cogn. Neurosci. 11 , 682-697.
  234. Lathe, R. (2001) “Hormones and the hippocampus.”J. Endocrinol. 169, 205-231.
  235. Tracy, A.L., Jarrard, L.E. and Davidson, T.L. (2001) “The hippocampus and motivation revisited: appetite and activity.” Behav. Brain Res. 127, 13 -23.
  236. Garcia-Morales, P., Saceda, M., Kenney, N., Kim, N., Salomon, D.S., Gottardis, M.M. et al. (1994) “Effect ofcadmium on estrogen receptor levels and estrogen-induced responses in human breast cancer cells.” J. Biol. Chem. 269, 16896-16901.
  237. Stoica, A., Katzenellenbogen, B.S. and Martin, M.B. (2000) “Activation of estrogen receptor-alpha by the heavy metal cadmium.” Mol. Endocrinol. 14, 545-553.
  238. Martin, M.B., Reiter, R., Pham, T., Avellanet, Y.R., Camara, J., Lahm, M. et al. (2003) “Estrogen-like activity of metals in MCF-7 breast cancer cells.” Endocrinology 144, 2425-2436.
  239. Johnson, M.D., Kenney, N., Stoica, A., Hilakivi-Clarke, L., Singh, B., Chepko, G. et al. (2003) “Cadmium mimics the in vivo effects of estrogen in the uterus and mammary gland.” Nat. Med. 9, 1081 -1084.
  240. Martin, M.B., Voeller, H.J., Gelmann, E.P., Lu, J., Stoica, E.G., Hebert, E.J. et al. (2002) “Role of cadmium in the regulation of AR gene expression and activity.” Endocrinology 143, 263-275.
  241. Stapleton, G., Steel, M., Richardson, M., Mason, J.O., Rose, K.A., Morris, R.G. et al. (1995) “A novel cytochrome P450 expressed primarily in brain.” J. Biol. Chem. 270, 29739-29745.
  242. Lathe, R. (2002) “Steroid and sterol 7-hydroxylation: ancient pathways.” Steroids 67, 967-977.
  243. Weihua, Z., Lathe, R., Warner, M. and Gustafsson, J.-A. (2002) “A novel endocrine pathway in the prostate, ERbeta, AR, 5alpha-androstane-3beta,17beta-diol, and CYP7B, regulates prostate growth.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, 13589-13594.
  244. Omoto, Y., Lathe, R., Warner, M. and Gustafsson, J.-A. (2005) “Early onset of puberty and early ovarian failure in CYP7B knockout mice.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 102, 2814-2819.
  245. Daston, G.P., Cook, J.C. and Kavlock, R.J. (2003) “Uncertainties for endocrine disrupters: our view on progress.” Toxicol. Sci. 74, 245-252.
  246. Witorsch, R.J. (2002) “Low-dose in utero effects ofxenoestrogens in mice and their relevance to humans: an analytical review of the literature.” Food Chem.Toxicol. 40, 905-912.
  247. Le, T.N. and Johansson, A. (2001) “Impact of chemical warfare with agent orange on women’s reproduc-tive lives in Vietnam: a pilot study.” Reprod. Health Matters 9, 156-164.
  248. Krstevska-Konstantinova, M., Charlier, C., Craen, M., Du, C.M., Heinrichs, C., de Beaufort, C. et al. (2001) “Sexual precocity after immigration from developing countries to Belgium: evidence ofprevious exposure to organochlorine pesticides.” Hum. Reprod. 16, 1020-1026.
  249. Bibbo, M., Gill, W.B., Azizi, F., Blough, R., Fang, V.S., Rosenfield, R.L. et al. (1977) “Follow-up study of male and female offspring of DES-exposed mothers.” Obstet. Gynecol. 49, 1-8.
  250. Gill, W.B., Schumacher, G.F. and Bibbo, M. (1977) “Pathological semen and anatomical abnormalities of the genital tract in human male subjects exposed to diethylstilbestrol in utero.” J. Urol. 117, 477-480.
  251. Palanza, P., Morellini, F., Parmigiani, S. and vom Saal, F.S. (1999) “Prenatal exposure to endocrine dis-rupting chemicals: effects on behavioral development.” Neurosci. Biobehav. Rev. 23, 1011 -1027.
  252. Farabollini, F., Porrini, S. and Dessi-Fulgherit, F. (1999) “Perinatal exposure to the estrogenic pollutant bisphenol A affects behavior in male and female rats.” Pharmacol. Biochem. Behav. 64, 687-694.
  253. Weiss, B. (2002) “Sexually dimorphic nonreproductive behaviors as indicators of endocrine disruption.” Environ. Health Perspect. 110, Suppl 3, 387-391.
  254. 254. Levy, C.J. (1988) “Agent Orange exposure and posttraumatic stress disorder.” J. Nerv. Ment. Dis. 176,242—245.
  255. Food Standards Agency (2004) Fish Consumption, Benefits and Risks, Part 3. Online at: http://www .food.gov.uk/multimedia/pdfs/fishreport200403.pdf
  256. Kainu, T., Gustafsson, J.A. and Pelto-Huikko, M. (1995) “The dioxin receptor and its nuclear translocator (Arnt) in the rat brain.” Neuroreport 6, 2557—2560.
  257. Hassoun, E.A., Al Ghafri, M. and Abushaban, A. (2003) “The role of antioxidant enzymes in TCDD-induced oxidative stress in various brain regions ofrats after subchronic exposure.” FreeRadic. Biol.Med. 35, 1028—1036.
  258. 258. Powers, B.E., Lin, T.M., Vanka, A., Peterson, R.E., Juraska, J.M. and Schantz, S.L. (2005) “Tetra-chlorodibenzo-p-dioxin exposure alters radial arm maze performance and hippocampal morphology in female AhR mice.” Genes Brain Behav. 4, 51 —59.
  259. Edelson, S.B. andCantor, D.S. (1998) “Autism: xenobioticinfluences.” Toxicol. Ind.Health 14, 553—563.
  260. Stubbs, E.G. (1978) “Autistic symptoms in a child with congenital cytomegalovirus infection.”J. Autism ChildSchizophr. 8, 37—43.
  261. Stubbs, E.G., Ash, E. and Williams, C.P. (1984) “Autism and congenital cytomegalovirus.”J. Autism Dev. Disord. 14, 183—189.
  262. Ivarsson, S.A., Bjerre, I., Vegfors, P. and Ahlfors, K. (1990) “Autism as one of several disabilities in two children with congenital cytomegalovirus infection.” Neuropediatrics 21 , 102—103.
  263. Yamashita, Y., Fujimoto, C., Nakajima, E., Isagai, T. and Matsuishi, T. (2003) “Possible association between congenital cytomegalovirus infection and autistic disorder.’”/ Autism Dev. Disord. 33, 455—459.
  264. Sweeten, T.L., Posey, D.J. and McDougle, C.J. (2004) “Briefreport: autistic disorder in three children with cytomegalovirus infection.”J. Autism Dev. Disord. 34, 583—586.
  265. Chess, S. (1977) “Follow-up report on autism in congenital rubella.”J Autism Child Schizophr. 7,69—81.
  266. Chess, S., Fernandez, P. and Korn, S. (1978) “Behavioral consequences of congenital rubella.”J. Pediatr.93, 699—703.
  267. Domachowske, J.B., Cunningham, C.K., Cummings, D.L., Crosley, C.J., Hannan, W.P. and Weiner, L.B. (1996) “Acute manifestations and neurologic sequelae of Epstein-Barr virus encephalitis in children.” Pediatr. Infect. Dis.J. 15, 871—875.
  268. DeLong, G.R., Bean, S.C. and Brown, F.R., III (1981) “Acquired reversible autistic syndrome in acute encephalopathic illness in children.” Arch. Neurol. 38, 191 —194.
  269. Gillberg, C. (1986) “Onset at age 14 of a typical autistic syndrome. A case report of a girl with herpes simplex encephalitis.”J. Autism Dev. Disord. 16, 369—375.
  270. Ghaziuddin, M., Al Khouri, I. and Ghaziuddin, N. (2002) “Autistic symptoms following herpes encepha-litis.” Eur. ChildAdolesc. Psychiatry 11, 142—146.
  271. Gillberg, I.C. (1991) “Autistic syndrome with onset at age 31 years: herpes encephalitis as a possible model for childhood autism.” Dev. Med. Child Neurol. 33, 920—924.
  272. Reitman, M.A., Casper, J., Coplan, J., Weiner, L.B., Kellman, R.M. and Kanter, R.K. (1984) “Motor disorders of voice and speech in Reye’s syndrome survivors.” Am.J. Dis. Child 138, 1129—1131.
  273. Quart, E.J., Buchtel, H.A. and Sarnaik, A.P. (1988) “Long-lasting memory deficits in children recovered from Reye’s syndrome.”J. Clin. Exp. Neuropsychol. 10, 409—420.
  274. Cornford, M.E. and McCormick, G.F. (1997) “Adult-onset temporal lobe epilepsy associated with smol-dering herpes simplex 2 infection.” Neurology 48, 425—430.
  275. Stefanacci, L., Buffalo, E.A., Schmolck, H. andSquire, L.R. (2000) “Profound amnesia after damage to the medial temporal lobe: a neuroanatomical and neuropsychological profile of patient EP.” J. Neurosci. 20,7024—7036.
  276. Shoji, H., Azuma, K., Nishimura, Y., Fujimoto, H., Sugita, Y. and Eizuru, Y. (2002) “Acute viral encephali-tis: the recent progress.” Intern. Med. 41 , 420—428.
  277. Asaoka, K., Shoji, H., Nishizaka, S., Ayabe, M., Abe, T., Ohori, N. etal. (2004) “Non-herpetic acute limbic encephalitis: cerebrospinal fluid cytokines and magnetic resonance imaging findings.” Intern. Med. 43,42—48.
  278. Rubin, S.A., Sylves, P., Vogel, M., Pletnikov, M., Moran, T.H., Schwartz, G.J. et al. (1999) “Borna disease virus-induced hippocampal dentate gyrus damage is associated with spatial learning and memory deficits.” Brain Res. Bull. 48, 23-30.
  279. Gosztonyi, G. and Ludwig, H. (1995) “Borna disease – neuropathology and pathogenesis.” Curr. Top. Microbiol. Immunol. 190, 39-73.
  280. Pletnikov, M.V., Moran, T.H. and Carbone, K.M. (2002) “Borna disease virus infection ofthe neonatal rat: developmental brain injury model of autism spectrum disorders.” Front Biosci. 7, d593 -d607.
  281. Hornig, M., Weissenbock, H., Horscroft, N. and Lipkin, W.I. (1999) “An infection-based model of neurodevelopmental damage.” Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 12102-12107.
  282. Gianinazzi, C., Grandgirard, D., Imboden, H., Egger, L., Meli, D.N., Bifrare, Y.D. et al. (2003) “Caspase-3 mediates hippocampal apoptosis in pneumococcal meningitis.” Acta Neuropathol. (Berl.) 105, 499-507.
  283. Nau, R., Soto, A. and Bruck, W. (1999) “Apoptosis ofneurons in the dentate gyrus in humans suffering from bacterial meningitis.” J. Neuropathol. Exp. Neurol. 58, 265-274.
  284. Goldman, G.S. and Yazbak, F.E. (2004) “An investigation ofthe association between MMR vaccination and autism in Denmark.” J. Am. Phys. Surg. 9, 70-75.
  285. Dyken, P.R. (2004) “Some aspects about the clinical and pathogenetics characteristics ofthe presumed persistent measles infections: SSPE and MINE.” J. Pediatr. Neurol. 2, 121 -124.
  286. Honda, H., Shimizu, Y. and Rutter, M. (2005) “No effect of MMR withdrawal on the incidence of autism: a total population study”J. Child Psychol. Psychiatry 46, 572-579.
  287. Lingam, R., Simmons, A., Andrews, N., Miller, E., Stowe, J. and Taylor, B. (2003) “Prevalence ofautism and parentally reported triggers in a north east London population.” Arch. Dis. Child 88, 666-670.
  288. Taylor, B., Miller, E., Lingam, R., Andrews, N., Simmons, A. and Stowe, J. (2002) “Measles, mumps, and rubella vaccination and bowel problems or developmental regression in children with autism: population study.” Brit. Med.J. 324, 393-396.
  289. Smeeth, L., Cook, C., Fombonne, E., Heavey, L., Rodrigues, L.C., Smith, P.G. et al. (2004) “Rate offirst recorded diagnosis of autism and other pervasive developmental disorders in United Kingdom general practice, 1988 to 2001.” BMCMedicine 2. http://www.biomedcentral.com/1741-7015/2/39
  290. Carpenter, D.O., Hussain, R.J., Berger, D.F., Lombardo, J.P. and Park, H.Y. (2002) “Electrophysiologic and behavioral effects ofperinatal and acute exposure ofrats to lead and polychlorinated biphenyls.” Environ.Health Perspect. 110, Suppl 3, 377-386.
  291. Rajapakse, N., Silva, E. and Kortenkamp, A. (2002) “Combining xenoestrogens at levels belowindividual no-observed-effect concentrations dramatically enhances steroid hormone action.” Environ. Health Perspect. 110, 917-921.
  292. Rutter, M. (2000) “Genetic studies of autism: from the 1970s into the millennium.” J. Abnormal. Child Psychol. 28, 3-14.